Információ

Melyik táptalaj alkalmas az archámsejtek számára?

Melyik táptalaj alkalmas az archámsejtek számára?



We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Egy hónappal ezelőtt megpróbáltam elkülöníteni az arc sejtjeit a nyáltól, és a kísérlet sikeres volt, azonban arra voltam kíváncsi, hogy lehetséges-e ezeket a sejteket in vitro tenyészteni. Mondanám, hogy lehetséges, de nem találtam a neten a témában publikációt, még a PubMed-en sem (találtam egyet, de elavult, és a használt médiát tartalmazó rész nem volt egyértelmű). Lehetséges-e csak DMEM táptalajt használni, és ha igen, meddig maradnak életben a sejtek a tápközegben, vagy van más alternatíva?


Elsődleges sejttenyésztés: 3 technika (diagrammal)

Az elsődleges tenyésztés nagy vonalakban magában foglalja a sejtek izolálása után, de az első szubkultúra előtt végzett tenyésztési technikákat. Az elsődleges tenyészeteket általában nagy szövettömegekből készítik. Így ezek a tenyészetek sokféle differenciált sejtet tartalmazhatnak, pl. fibroblasztok, limfociták, makrofágok, hámsejtek.

A szövettenyésztő laboratóriumokban dolgozók tapasztalatai alapján a következő kritériumokat/jellemzőket veszik figyelembe a primer tenyészetek hatékony fejlesztése érdekében:

a. Az elsődleges tenyészetekhez inkább az embrionális szöveteket részesítik előnyben, mint a felnőtt szöveteket. Ez annak köszönhető, hogy az embrionális sejtek könnyen szétszedhetők és életképesebb sejteket eredményezhetnek, amellett, hogy in vitro gyorsan proliferálnak.

b. Az elsődleges tenyészetben felhasznált sejtek mennyiségének nagyobbnak kell lennie, mivel a túlélési arányuk lényegesen alacsonyabb (a szubkultúrákhoz képest).

c. A szöveteket a sejtek minimális károsodásával kell feldolgozni az elsődleges tenyészetben való felhasználáshoz. Ezenkívül az elhalt sejteket el kell távolítani.

d. A megfelelő táptalaj kiválasztása (lehetőleg tápanyagban gazdag) ajánlatos. Szérum hozzáadásához a borjú- vagy lószérum helyett a borjú- vagy lószérum helyett a magzati szarvasmarha-forrást részesítjük előnyben.

e. A sejtek dezaggregációjához használt enzimeket centrifugálással el kell távolítani.

Az elsődleges kultúra technikái:

Az izolált szövetek elsődleges tenyésztésére kidolgozott különféle technikák közül három technikát használnak leggyakrabban:

1. Mechanikai bontás.

2. Enzimatikus lebontás.

3. Elsődleges explantációs technika.

Ezeknek a technikáknak a vázlata a 36.1. ábrán látható, és az eljárások rövid leírása:

Technika # 1. Mechanikai lebontás:

Lágy szövetek (pl. lép, agy, embrionális máj, lágytumorok) szétbontására általában mechanikai technikát alkalmaznak. Ez a technika alapvetően magában foglalja a szövetek gondos darabolását vagy szeletelését és a kiömlött sejtek összegyűjtését.

A sejteket kétféleképpen lehet gyűjteni:

én. A szövetdarabok átnyomása egy sor szitán a lyukbőség fokozatos csökkentésével.

ii. A szövetdarabok fecskendőn és tűn keresztül történő erőltetése.

Bár a mechanikai szétbontás magában foglalja a sejtkárosodás kockázatát, az eljárás olcsóbb, gyors és egyszerű. Ez a technika különösen akkor hasznos, ha a szövet bőséges rendelkezésre áll, és a hozam hatékonysága nem túl döntő. Meg kell azonban jegyezni, hogy a mechanikai technikákkal nyert sejtek életképessége sokkal alacsonyabb, mint az enzimatikus technikával.

Technika # 2. Enzimatikus lebontás:

Az enzimatikus dezaggregációt leginkább akkor alkalmazzák, ha a sejtek nagymértékű visszanyerését igénylik egy szövetből. Az embrionális szövetek dezaggregációja hatékonyabb, ha az enzimek segítségével magasabb a sejttermelés. Ennek oka a kevésbé rostos kötőszövet és az extracelluláris mátrix jelenléte. Az enzimatikus dezaggregációt tripszin, kollagenáz vagy más enzimek segítségével lehet végrehajtani.

Diszagregáció tripszin szerint:

A tripszinezés kifejezést általában a szövetek enzim, a tripszin általi szétbontására használják.

Sok dolgozó inkább nyers tripszint használ a tiszta tripszin helyett a következő okok miatt:

én. A nyers tripszin más proteázok jelenléte miatt hatékonyabb

ii. A sejtek jobban tolerálják a nyers tripszint.

iii. A nyers tripszin maradék aktivitása könnyen semlegesíthető a táptalaj szérumával (szérummentes tápközeg alkalmazása esetén a semlegesítéshez tripszin inhibitor használható).

A sejtek szétbontása végrehajtható tiszta tripszin felhasználásával is, amely kevésbé toxikus és hatásában specifikusabb. A kívánt szövetet 2-3 mm-es darabokra vágjuk, majd tripszinnel szétbontjuk. Kétféle tripszinezési technika létezik: meleg tripszinezés és hideg tripszinezés (36.2. ábra).

Meleg tripszinezés (36.2A ábra):

Ezt a módszert széles körben használják a sejtek dezaggregációjára. A feldarabolt szövetet disszekciós bazális sóoldattal (DBSS) mossuk, majd meleg tripszint (37 °C) tartalmazó lombikba visszük át. A tartalmat megkeverjük, és harmincpercenként összegyűjtjük a disszociált sejteket tartalmazó felülúszót. A tripszin eltávolítása után a sejteket megfelelő tápközegben diszpergáljuk és tartósítjuk (az ampullát jégen tartva).

A friss tripszin hozzáadását (a szövetdarabokhoz), az inkubálást és a disszociált sejtek összegyűjtését (30 perces időközönként) körülbelül 4 órán keresztül végezzük. A szétesett sejteket összegyűjtjük, megszámoljuk, megfelelően hígítjuk, majd inkubáljuk.

Hideg tripszinezés (36.2B ábra):

Ezt a technikát inkább tripszinezésnek nevezik hideg előzetes expozícióval. Ezzel a technikával minimálisra csökkenthető a sejtek károsodásának kockázata a 37°C-on (meleg tripszinezésben) történő hosszan tartó tripszin hatás miatt.

Aprítás és mosás után a szövetdarabokat fiolában (jégen) tartják, és hideg tripszinnel áztatják körülbelül 6-24 órán keresztül. A tripszint eltávolítjuk és eldobjuk. A szövetdarabok azonban tripszinmaradványt tartalmaznak. Ezeket a szövetdarabokat tápközegben 37 °C-on 20-30 percig inkubáljuk. A sejtek többszöri pi-petting hatására szétszóródnak. A disszociált sejteket megszámolhatjuk, megfelelően hígíthatjuk, majd felhasználhatjuk.

A hideg tripszinezési módszer általában magasabb életképes sejtek hozamát eredményezi, és 24 órás inkubáció után a sejtek javul a túlélése. Ez a módszer nem igényel keverést vagy centrifugálást, és kényelmesen alkalmazható laboratóriumban. A hideg tripszinezés fő korlátja, hogy nem alkalmas a sejtek nagy mennyiségű szövetből történő lebontására.

A tripszin szétesésének korlátai:

A tripszin általi szétesés károsíthat egyes sejteket (pl. hámsejteket), vagy szinte hatástalan lehet bizonyos szövetek (pl. rostos kötőszövet) esetében. Ezért más enzimeket is használnak a sejtek disszociációjára.

Felbontás kollagenázzal:

A kollagén a magasabb rendű állatokban a legnagyobb mennyiségben előforduló szerkezeti fehérje. Főleg a kötőszövet és az izom extracelluláris mátrixában van jelen. A kollagenáz enzim (általában egy nem specifikus proteázokkal szennyezett nyers) hatékonyan használható számos (normál vagy rosszindulatú) szövet szétbontására, amelyek érzékenyek lehetnek a tripszinre.

Nagy tisztaságú kollagenázt próbáltak ki, de ezek kevésbé hatékonyak, mint a nyers kollagenáz. Az alábbiakban röviden ismertetjük a kollagenáz szétesésének fontos szakaszait, amelyeket a 36.3. ábra mutat be.

A kívánt, antibiotikumot tartalmazó bazális sóoldatban szuszpendált szövetet darabokra vágjuk. Ezeket a darabokat ülepítéssel mossuk, majd kollagenázt tartalmazó komplett tápközegben szuszpendáljuk. 1-5 napos inkubálás után a szövetdarabokat pipettával szétoszlatjuk. A sejtcsoportokat ülepítéssel választják el. A hámsejtek és a fibroblaszt sejtek szétválaszthatók.

A kollagenáz dezaggregációt sikeresen alkalmazták emberi agyban, tüdőben és számos más hámszövetben, a különféle humán daganatokon és egyéb állati szövetekben. Egy másik hialuronidáz enzim hozzáadása (a sejtfelszínen lévő szénhidrátmaradékokra hat) elősegíti a szétesést.

A kollagenáz hialuronidázzal kombinálva nagyon hatékonynak bizonyult a patkány- vagy nyúlmáj disszociációjában. Ez megtehető az egész szerv in situ perfúziójával. Egyes dolgozók a kollagenázt tripszinnel együtt alkalmazzák, egy csirkeszérumban kifejlesztett készítményt bizonyos szövetek szétbontására.

Egyéb enzimek használata a szétbontásban:

A tripszin és a kollagenáz a legszélesebb körben használt enzimek a szétbontáshoz. Bizonyos bakteriális proteázokat (például pronázt, diszpázt) korlátozott sikerrel alkalmaztak. A hialuronidáz mellett a neuraminidázt kollagenázzal együtt is használják a sejtfelszíni szénhidrátok hatékony lebontására.

Technika # 3. Elsődleges explantációs technika:

Az elsődleges explantációs technika valójában az eredeti módszer volt, amelyet Harrison fejlesztett ki 1907-ben. Ezt a technikát számos módosításon átesett, és még mindig használják. Az elsődleges explantátum tenyésztésére alkalmazott egyszerűsített eljárást a 36.4. ábra mutatja be, és röviden az alábbiakban ismertetjük.

A bazális sóoldatban lévő szövetet finomra aprítjuk, és ülepítéssel mossuk. Ezután eltávolítjuk a bazális sóoldatot. A szövetdarabok egyenletesen oszlanak el a növekedési felületen. A megfelelő táptalaj hozzáadása után az inkubálást 3-5 napig végezzük. Ezután a tápközeget heti időközönként cseréljük, amíg a sejtek jelentős növekedését nem észleljük. Most az explantátumokat eltávolítjuk, és átvisszük egy friss tenyésztőedénybe.

Az elsődleges explantációs technika különösen hasznos kis mennyiségű szövet szétbontására (például bőrbiopsziák). A másik két technika, a mechanikai vagy enzimatikus dezaggregáció azonban nem alkalmas kis mennyiségű szövetre, mivel fennáll a sejtek elvesztésének veszélye.

Az explantációs technika korlátja bizonyos szövetek gyenge tapadása a növekedési felülethez, illetve a sejtek szelekciója a kinövésben. Megfigyelhető azonban, hogy az elsődleges explantációs technika az embrionális sejtek többségéhez, pl. fibroblasztok, myoblastok, hámsejtek, gliasejtek.

Az életképes és az élettelen sejtek szétválasztása:

Általános gyakorlat, hogy az életképtelen sejteket eltávolítják, miközben az elsődleges tenyészetet a szétesett sejtekből készítik elő. Ez általában akkor történik, amikor az első közegcserét végrehajtják. A nagyon kevés életképtelen sejt felhígul, és fokozatosan eltűnik, ahogy az életképes sejtek szaporodása megindul.

Néha az életképtelen sejteket az elsődleges tenyészetekből centrifugálással eltávolíthatjuk. A sejteket ficoll-lal és nátrium-metrizoáttal összekeverjük, és centrifugáljuk. Az elhalt sejtek pelletet képeznek a cső alján.

Orvosi etika és biztonsági intézkedések a kultúra technikáiban:

Mivel a tenyésztési technikák állati vagy emberi szövetek felhasználásával járnak, feltétlenül szükséges számos biztonsági intézkedés és orvosi etika betartása. Valójában néhány országban léteznek törvények/normák a szövetek kiválasztására és tenyészetekben való felhasználására vonatkozóan. Például az Egyesült Királyságban az állatkísérletek (tudományos eljárások) 1986. évi törvényét követik.

Az emberi szövetek kezelése számos olyan problémát vet fel, amelyek az állati szöveteknél általában nem merülnek fel. A magzati anyagok és humán biopsziák kezeléséhez a helyi etikai bizottság hozzájárulása mellett a beteg és/vagy hozzátartozói hozzájárulása szükséges. Továbbá bármilyen szövet (még kis mennyiségben is) vételéhez emberi donoroktól a donor teljes beleegyezése szükséges, az előírt formátumban.

Az emberi szövetek kezelése során a következő kérdéseket kell teljes mértékben figyelembe venni:

1. A páciens és/vagy hozzátartozóinak hozzájárulása a szövetek kutatási célú felhasználásához.

2. A kifejlesztett sejtvonalak és származékaik tulajdonjoga.

3. Hozzájárulás a sejtvonalak genetikai módosításához.

6. Szabadalmi jogok a sejtvonalak bármilyen kereskedelmi felhasználására.

Az emberi szöveteket használó tenyésztési technikák általános gyakorlatában a donort és/vagy hozzátartozóit felkérik, hogy a szövet felvétele előtt írjanak alá felelősséget kizáró nyilatkozatot (előírt pro-formában). Ezzel a megközelítéssel minimálisra csökkentik a jogi bonyodalmakat.

Az emberi szövetek kezelése a különféle fertőzések nagy kockázatával jár. Ezért feltétlenül szükséges, hogy az emberi anyagokat biológiailag veszélyes szekrényben kezeljék. A szöveteket használatuk előtt meg kell szűrni különféle fertőzésekre, például hepatitisre, tuberkulózisra, HIV-re. Továbbá a tápközeget és a készüléket használatuk után autoklávozni vagy fertőtleníteni kell, hogy a fertőzések terjedése drasztikusan csökkenjen.


Hasznos számok a sejttenyésztéshez

A sejttenyésztéshez különféle méretű edényeket és lombikokat használnak. Az alábbiakban megadunk néhány hasznos számot, például a disszociációs oldatok felületét és térfogatát különböző méretű tenyészedényekre vonatkozóan.

katalógus sz.Felület (cm 2 )Vetősűrűség*Összefolyó sejtek*Versene
(ml 0,05%-os EDTA). kb. hangerő
Tripszin
(ml 0,05% tripszin, 0,53 mM EDTA). kb. hangerő
Növekedési közeg
(ml). kb. hangerő
Edények
35 mm1504601503188.80,3 x 10 6 1,2 x 10 6 112
60 mm15046215028821.50,8 x 10 6 3,2 x 10 6 335
100 mm15046415035056.72,2 x 10 6 8,8 x 10 6 5512
150 mm1504681683811455,0 x 10 6 20,0 x 10 6 101030
Tenyésztányérok
6-kút1406759.60,3 x 10 6 1,2 x 10 6 111-től 3-ig
12-kút1506283.50,1 x 10 6 0,5 x 10 6 0,4-től 1-ig0,4-től 1-ig1-től 2-ig
24-kút1424751.90,05 x 10 6 0,24 x 10 6 0,2-0,30,2-0,30,5-1,0
48-as1506871.10,03 x 10 6 0,12 x 10 6 0,1-0,20,1-0,20,2-0,4
96-os1670080.320.01 10 6 0,04 x 10 6 0,05-0,10,05-0,10,1-0,2
Lombik
T-25156367156340250,7 x 10 6 2,8 x 10 6 333–5
T-75156499156472752,1 x 10 6 8,4 x 10 6 558–15
T-1751599101599201754,9 x 10 6 23,3 x 10 6 171735–53
T-2251599341599332256,3 x 10 6 30 x 10 6 222245–68
*Az oltási sűrűséget minden tenyésztőedény típusra a következőképpen adjuk meg: Edények és lombikok: Sejtek edényenként Tenyésztőlemezek: Sejt per lyuk.

†A sejtek száma egy összefolyó tányéron, edényen vagy lombikon a sejttípustól függően változik. Ehhez a táblázathoz HeLa sejteket használtunk.


Fénymikroszkópia

Mivel a legtöbb sejt túl kicsi ahhoz, hogy szabad szemmel látható legyen, a sejtek tanulmányozása nagymértékben függött a mikroszkópok használatától. Valójában a sejtek felfedezése a mikroszkóp fejlesztéséből fakad: Robert Hooke először egy parafadarabon végzett megfigyeléseit követően, egyszerű fénymikroszkóppal 1665-ben alkotta meg a �ll” kifejezést (1.23. ábra). Antony van Leeuwenhoek az 1670-es években a tárgyakat a tényleges méretük háromszázszorosára felnagyító mikroszkóp segítségével számos különböző típusú sejtet tudott megfigyelni, beleértve a spermát, a vörösvértesteket és a baktériumokat. Matthias Schleiden és Theodor Schwann sejtelméleti javaslata 1838-ban a kortárs sejtbiológia születésének tekinthető. Schleiden növényi szövetek, Schwann állati szövetek mikroszkópos vizsgálatai ugyanerre a következtetésre vezettek: Minden organizmus sejtekből áll. Röviddel ezután felismerték, hogy a sejtek nem képződnek de novo de csak a már létező sejtek osztódásából származnak. Így a sejt a fénymikroszkóppal végzett megfigyelések révén elérte jelenlegi elismerését az összes élő szervezet alapvető egységeként.

1.23. ábra

A parafa sejtszerkezete. Robert Hooke vékony parafaszeletet ábrázoló rajzának reprodukciója fénymikroszkóppal vizsgálva. A Hooke által megfigyelt �lls” valójában csak a sejtfalak, amelyek már régen megmaradtak (továbbiak )

A fénymikroszkóp továbbra is a sejtbiológusok alapvető eszköze, a technikai fejlesztések lehetővé teszik a sejtszerkezet egyre növekvő részleteinek megjelenítését. A kortárs fénymikroszkópok akár ezerszeresre is képesek nagyítani a tárgyakat. Mivel a legtöbb sejt 1 és 100 x 003 milliárd cm közötti átmérőjű, fénymikroszkóppal megfigyelhetők, akárcsak néhány nagyobb szubcelluláris organellum, mint például a magok, kloroplasztiszok és mitokondriumok. A fénymikroszkóp azonban nem elég erős ahhoz, hogy feltárja a sejtszerkezet finom részleteit felbontás𠅊 mikroszkóp azon képessége, hogy meg tudja különböztetni a kis távolságra elválasztott tárgyakat—, még a nagyításnál is fontosabb. A képek tetszőleges mértékben nagyíthatók (például nagy képernyőre vetítve), de az ilyen nagyítás nem növeli a megfigyelhető részletességet.

A fénymikroszkóp felbontásának határa hozzávetőlegesen 0,2 μm, két, ennél kisebb távolságra lévő objektum egyetlen képként jelenik meg, ahelyett, hogy megkülönböztetnék őket egymástól. A fénymikroszkópiának ezt az elméleti korlátját két tényező határozza meg: a látható fény hullámhossza (λ) és a mikroszkóp lencséjének fénygyűjtő képessége (numerikus apertúra, NA)𠅊 következő egyenlet szerint:

A látható fény hullámhossza 0,4-0,7 x003bcm, tehát a λ értéke körülbelül 0,5 μm a fénymikroszkóp esetében. A numerikus apertúra a mikroszkóp lencséjébe jutó fénykúp méreteként képzelhető el, miután áthaladt a mintán (1.24. ábra). Ezt az egyenlet adja meg

1.24. ábra

Numerikus rekesznyílás. A fényt a gyűjtőlencse fókuszálja a mintára, majd a mikroszkóp objektívlencséje gyűjti össze. A numerikus rekesznyílást az objektívlencsébe jutó fénykúp szöge (α) és a (továbbiak. ) határozza meg.

A fénymikroszkóp elméleti felbontási határa ezért a következőképpen számítható ki:

Már a 19. század végére elkészültek az ilyen felbontás elérésére alkalmas mikroszkópok, a fénymikroszkópia ezen aspektusában további fejlesztésekre nem lehet számítani.

A sejtszerkezet különböző aspektusainak tanulmányozására rutinszerűen számos különböző típusú fénymikroszkópot használnak. A legegyszerűbb az fényes terű mikroszkóp, amelyben a fény közvetlenül áthalad a sejten, és a sejt különböző részeinek megkülönböztetésének képessége a látható fény sejtkomponensek általi elnyeléséből adódó kontraszttól függ. Sok esetben a sejteket olyan festékekkel festik meg, amelyek fehérjékkel vagy nukleinsavakkal reagálnak, hogy fokozzák a kontrasztot a sejt különböző részei között. A festés előtt a mintákat általában fixálószerekkel (például alkohollal, ecetsavval vagy formaldehiddel) kezelik, hogy stabilizálják és megőrizzék szerkezetüket. A fixált és festett szövetek fényerejű mikroszkópos vizsgálata a szövetminták elemzésének standard módszere a szövettani laboratóriumokban (1.25. ábra). Az ilyen festési eljárások azonban elpusztítják a sejteket, ezért nem alkalmasak sok olyan kísérletre, amelyben élő sejtek megfigyelése kívánatos.

1.25. ábra

Fényes mezős mikrofelvétel a festett szövetről. Egy szőrtüsző keresztmetszete az emberi bőrben, hematoxilinnel és eozinnal festve. (G. W. Willis/ Biological Photo Service.)

Festés nélkül a közvetlen fényáteresztés nem ad elegendő kontrasztot a sejt számos részének megkülönböztetéséhez, ami korlátozza a fényes terű mikroszkópia használhatóságát. A fénymikroszkóp optikai variációi azonban felhasználhatók a sejt különböző sűrűségű régióin áthaladó fényhullámok közötti kontraszt növelésére. Az élő sejtek vizualizálásának két leggyakoribb módja a fáziskontraszt mikroszkópia és differenciális interferencia-kontraszt mikroszkóp (1.26. ábra). Mindkét típusú mikroszkópia optikai rendszereket használ, amelyek a sejt különböző részei közötti sűrűség vagy vastagság változásait kontrasztbeli különbségekké alakítják, amelyek a végső képen láthatók. A világosmezős mikroszkópiában az átlátszó szerkezetek (például a mag) kis kontraszttal rendelkeznek, mivel rosszul nyelték el a fényt. A fény azonban lelassul, amikor áthalad ezeken a struktúrákon, így fázisa megváltozik a környező citoplazmán áthaladó fényhez képest. A fáziskontraszt és a differenciális interferencia-kontraszt mikroszkópia ezeket a fáziskülönbségeket kontrasztbeli különbségekké alakítja, ezáltal jobb képeket eredményez élő, festetlen sejtekről.

1.26. ábra

Élő sejtek mikroszkópos megfigyelése. Emberi arcsejtek mikrofényképei, amelyeket (A) fényes mezővel, (B) fáziskontrasztos és (C) differenciális interferencia-kontraszt mikroszkóppal készítettünk. (Mort Abramowitz, Olympus America, Inc. jóvoltából)

A fénymikroszkóp erejét jelentősen kibővítette a videokamerák és a számítógépek képelemzés és -feldolgozás használata. Az ilyen elektronikus képfeldolgozó rendszerek jelentősen növelhetik a fénymikroszkóppal nyert képek kontrasztját, lehetővé téve olyan kis tárgyak megjelenítését, amelyeket egyébként nem lehetne észlelni. Például, videóval továbbfejlesztett differenciális interferencia-kontraszt mikroszkóp lehetővé tette az organellumok mozgásának megjelenítését a mikrotubulusok mentén, amelyek citoszkeletális fehérjeszálak, amelyek átmérője mindössze 0,025 μm (1.27. ábra). Ez a javítás azonban nem lépi túl a fénymikroszkóp felbontásának elméleti határát, körülbelül 0,2 μm. Így, bár a video-javítás lehetővé teszi a mikrotubulusok megjelenítését, a mikrotubulusok legalább 0,2 μm átmérőjű elmosódott képekként jelennek meg, és az egyes mikrotubulusokat nem lehet megkülönböztetni a szomszédos struktúrák kötegétől.

1.27. ábra

Videóval továbbfejlesztett differenciális interferencia-kontraszt mikroszkóp. Az elektronikus képfeldolgozás lehetővé teszi az egyes mikrotubulusok megjelenítését. (E. D. Salmon, Észak-Karolinai Egyetem, Chapel Hill jóvoltából.)

A fénymikroszkópiát a molekuláris analízis szintjére hozták a specifikus molekulák jelölésére szolgáló módszerekkel, hogy azok láthatóvá váljanak a sejten belül. A specifikus gének vagy RNS-transzkriptumok komplementer szekvenciájú nukleinsavpróbákkal történő hibridizációval mutathatók ki, a fehérjék pedig megfelelő antitestek segítségével (lásd 3. fejezet). Mind a nukleinsavpróbák, mind az antitestek különféle címkékkel jelölhetők, amelyek lehetővé teszik a fénymikroszkópban való megjelenítésüket, lehetővé téve a specifikus molekulák elhelyezkedésének meghatározását az egyes sejtekben.

A fluoreszcens mikroszkópia széles körben alkalmazott és nagyon érzékeny módszer a molekulák intracelluláris eloszlásának vizsgálatára (1.28. ábra). Fluoreszcens festéket használnak a kérdéses molekula jelölésére akár rögzített, akár élő sejtekben. A fluoreszcens festék olyan molekula, amely az egyik hullámhosszon elnyeli a fényt, és a második hullámhosszon bocsát ki fényt. Ezt a fluoreszcenciát úgy lehet kimutatni, hogy a mintát olyan hullámhosszú fénnyel világítják meg, amely gerjeszti a fluoreszcens festéket, majd megfelelő szűrők segítségével érzékeli a festék által kibocsátott fény specifikus hullámhosszát. A fluoreszcencia mikroszkóppal számos sejten belüli molekula tanulmányozható. Az egyik gyakori alkalmazás egy specifikus fehérje elleni antitestek fluoreszcens festékekkel történő jelölése, így a fehérje intracelluláris eloszlása ​​meghatározható. Az élő sejtekben lévő fehérjéket a zöld fluoreszcens fehérje (GFP) medúza, mint fluoreszkáló címke. A GFP fehérjék széles köréhez fuzionálható a rekombináns DNS standard módszereivel, majd a GFP-vel jelölt fehérje bejuttatható a sejtekbe, és fluoreszcens mikroszkóppal kimutatható.

1.28. ábra

Fluoreszcens mikroszkóp. (A) A fény egy gerjesztőszűrőn halad át, hogy kiválassza a fluoreszcens festéket gerjesztő hullámhosszúságú fényt (például kéket). Egy dikroikus tükör ezután a gerjesztő fényt letéríti a mintára. A kibocsátott fluoreszkáló fény (tovább. )

Konfokális mikroszkópia ötvözi a fluoreszcens mikroszkópot az elektronikus képelemzéssel, hogy háromdimenziós képeket kapjon. Egy kis fénypont, amelyet általában lézer szolgáltat, egy adott mélységben fókuszál a mintára. A kibocsátott fluoreszkáló fényt ezután detektorral, például videokamerával gyűjtik össze. Mielőtt azonban a kibocsátott fény elérné a detektort, át kell haladnia egy lyuknyíláson (úgynevezett konfokális apertúrán), amely pontosan azon a helyen van elhelyezve, ahol a minta kiválasztott mélységéből kibocsátott fény fókuszba kerül (1.29. ábra). Következésképpen csak a fókusz síkjából kibocsátott fény képes elérni a detektort. A mintán keresztül történő pásztázás a fókuszsík kétdimenziós képét eredményezi, amely sokkal élesebb képet ad, mint a standard fluoreszcens mikroszkóppal (1.30. ábra). Sőt, a különböző mélységekben kapott képsorozatok felhasználhatók a minta háromdimenziós képének rekonstruálására.

1.29. ábra

Konfokális mikroszkópia. Egy adott mélységben egy tűpontos fény fókuszál a mintára, és a kibocsátott fluoreszkáló fényt egy detektor gyűjti össze. Mielőtt elérné a detektort, a minta által kibocsátott fluoreszkáló fénynek át kell haladnia egy konfokálison (tovább. )

1.30. ábra

Egér embriósejtek konfokális mikroképe. A sejtmagok vörösre, a plazmamembrán alatti aktinszálak pedig zöldre festődnek. (David Albertini, Tufts Egyetem Orvostudományi Karának jóvoltából.)

Kétfotonos gerjesztési mikroszkóp a konfokális mikroszkópia alternatívája, amely élő sejteken is alkalmazható. A próbatestet olyan hullámhosszú fénnyel világítják meg, hogy a fluoreszcens festék gerjesztéséhez két foton egyidejű abszorpciója szükséges (1.31. ábra). Annak a valószínűsége, hogy két foton egyidejűleg gerjeszti a fluoreszcens festéket, csak a minta azon pontján jelentős, amelyre a bemeneti lézersugár fókuszál, így a fluoreszcencia csak a bemeneti fény fókuszsíkjából bocsát ki. Ez az erősen lokalizált gerjesztés automatikusan háromdimenziós felbontást biztosít anélkül, hogy a kibocsátott fényt egy lyuknyíláson keresztül kellene átengedni, mint a konfokális mikroszkópiában. Ezenkívül a gerjesztés lokalizációja minimálisra csökkenti a minta károsodását, lehetővé téve az élő sejtek háromdimenziós képalkotását.

1.31. ábra

Kétfotonos gerjesztési mikroszkóp. A fluoreszcens festék gerjesztéséhez két foton egyidejű abszorpciója szükséges. Ez csak a minta azon pontján fordul elő, amelyre a bemeneti fény fókuszál, tehát a fluoreszkáló fényt csak a kiválasztott pont bocsátja ki (tovább. )


Humán szív mikrovaszkuláris endoteliális sejtek (HCMEC)

Egyetlen donor szívkamráiból izolált elsődleges humán szív mikrovaszkuláris endothel sejtek.

Küldjön ajánlatkérést értékesítési csapatunknak, hogy személyre szabott ajánlatot kaphasson a kosarában lévő termékekre. Alternatív megoldásként az árakkal és a rendelési információkkal kapcsolatban forduljon helyi forgalmazónkhoz az Ön régiójában:


Jellemzők

A családban nem fordult elő mellrák.

A sejtek rosszul differenciálódnak.

A sejtek negatívak a Her2-neu és a p53 expressziójára.

A HCC1806 pozitív az epiteliális glikoprotein 2 (EGP2) epiteliális sejtspecifikus markerre és a citokeratin 19-re.

A sejtek homozigóták az FHIT gén 3p14.2-nél lévő delécióira.

Információk kezelése

  1. Ellenőrizze az összes tartályt szivárgás vagy törés szempontjából.
  2. Vegye ki a fagyasztott sejteket a szárazjég csomagolásból, és azonnal helyezze a cellákat -130°C alatti hőmérsékletre, lehetőleg folyékony nitrogéngőzbe, felhasználásig.

Kezelési eljárás Az életképesség legmagasabb szintjének biztosítása érdekében olvassa fel az injekciós üveget, és a kézhezvételt követően a lehető leghamarabb indítsa el a tenyésztést. Ha érkezéskor a fagyasztott tenyészet további tárolása szükséges, akkor azt folyékony nitrogéngőz fázisban kell tárolni, és nem -70°C-on. -70°C-on való tárolás életképességének elvesztését eredményezi.

  1. Enyhe keveréssel olvasszuk fel az injekciós üveget 37°C-os vízfürdőben. A szennyeződés lehetőségének csökkentése érdekében tartsa távol az O-gyűrűt és a kupakot a víztől. A felengedésnek gyorsnak kell lennie (kb. 2 perc).
  2. Vegye ki az injekciós üveget a vízfürdőből, amint annak tartalma felolvadt, és 70%-os etanolba mártva vagy 70%-os etanolba permetezve fertőtlenítse. Ettől kezdve minden műveletet szigorú aszeptikus körülmények között kell végrehajtani.
  3. Vigye át az injekciós üveg tartalmát egy 75 cm 2 -es szövettenyésztő lombikba, és hígítsa fel az ajánlott komplett tápközeggel (az ajánlott hígítási arányt lásd az adott tétel információiban). A sejtek helyreállítása során fontos elkerülni a táptalaj túlzott lúgosságát. Javasoljuk, hogy a fiola tartalmának hozzáadása előtt a teljes tápközeget tartalmazó tenyésztőedényt legalább 15 percre helyezzük az inkubátorba, hogy a tápközeg elérje normál pH-értékét (7,0-7,6).
  4. Inkubálja a tenyészetet 37°C-on megfelelő inkubátorban. 5% CO2 levegő atmoszférában ajánlott, ha a terméklapon leírt közeget használja.

Jegyzet: Ha azt kívánja, hogy a fagyvédő szert azonnal eltávolítsák, vagy koncentráltabb sejtszuszpenziót kapjanak, centrifugálja a sejtszuszpenziót körülbelül 125 x g-vel 5-10 percig. Dobja ki a felülúszót, és szuszpendálja újra a sejteket friss tápközeggel az adott tétel információiban javasolt hígítási arány mellett.

Áttenyésztési eljárás Az ebben a protokollban használt térfogatok 75 cm 2 -es lombikra vonatkoznak, arányosan csökkentik vagy növelik a disszociációs táptalaj mennyiségét más méretű tenyészedényekhez.

  1. Távolítsa el és dobja ki a táptalajt.
  2. Röviden öblítse le a sejtréteget 0,25% (w/v) tripszin-0,53 mM EDTA oldattal, hogy eltávolítsa a tripszin inhibitort tartalmazó szérum nyomait.
  3. Adjunk hozzá 2,0–3,0 ml tripszin-EDTA oldatot a lombikba, és fordított mikroszkóp alatt figyeljük meg a sejteket, amíg a sejtréteg szét nem oszlik (általában 5–15 percen belül).

Minőség-ellenőrzési előírások

Történelem

Jogi nyilatkozatok

A terméket „ÁLLAPOTÁBAN” biztosítjuk, és az ATCC ® termékek életképességére a kiszállítástól számított 30 napig garanciát vállalunk, feltéve, hogy a vásárló a terméket a terméktájékoztatón, a weboldalon, ill. Vizsgálati jegyzőkönyv. Az élő kultúrák esetében az ATCC felsorolja azokat a táptalajokat és reagenseket, amelyekről kiderült, hogy a termékben hatékonyak. Míg más, nem meghatározott közegek és reagensek is kielégítő eredményeket hozhatnak, az ATCC és/vagy a letétbe helyező által javasolt protokollok megváltoztatása befolyásolhatja a termék visszanyerését, növekedését és/vagy működését. Ha alternatív tápközeg-készítményt vagy reagenst használnak, az ATCC életképességre vonatkozó garanciája már nem érvényes. Az itt kifejezetten meghatározottak kivételével semmilyen más, kifejezett vagy hallgatólagos jótállás nem áll rendelkezésre, beleértve, de nem kizárólagosan, az eladhatóságra, egy adott célra való alkalmasságra, a cGMP szabványok szerinti gyártásra, tipikusságra, biztonságra, pontosságra vonatkozó vélelmezett garanciákat. , és/vagy nem jogsértés.

Ez a termék kizárólag laboratóriumi kutatási célra készült. Nem szánták semmilyen állati vagy emberi terápiás felhasználásra, emberi vagy állati fogyasztásra vagy diagnosztikai felhasználásra. Bármilyen tervezett kereskedelmi felhasználás tilos az ATCC engedélye nélkül.

Míg az ATCC minden ésszerű erőfeszítést megtesz annak érdekében, hogy pontos és naprakész információkat jelenítsen meg ezen a terméklapon, az ATCC nem vállal garanciát és nem vállal felelősséget a pontosságáért. A tudományos irodalomból és szabadalmakból származó idézetek csak tájékoztató jellegűek. Az ATCC nem garantálja, hogy az ilyen információk pontosságát vagy teljességét megerősítették, és az ügyfél kizárólagos felelőssége az ilyen információk pontosságának és teljességének megerősítése.

Ezt a terméket azzal a feltétellel küldjük, hogy az ügyfél felelős és vállal minden kockázatot és felelősséget az ATCC termék átvételével, kezelésével, tárolásával, ártalmatlanításával és használatával kapcsolatban, beleértve korlátozás nélkül minden megfelelő biztonsági és kezelési óvintézkedést az egészség minimalizálása érdekében. vagy környezeti kockázat. As a condition of receiving the material, the customer agrees that any activity undertaken with the ATCC product and any progeny or modifications will be conducted in compliance with all applicable laws, regulations, and guidelines. This product is provided 'AS IS' with no representations or warranties whatsoever except as expressly set forth herein and in no event shall ATCC, its parents, subsidiaries, directors, officers, agents, employees, assigns, successors, and affiliates be liable for indirect, special, incidental, or consequential damages of any kind in connection with or arising out of the customer's use of the product. While reasonable effort is made to ensure authenticity and reliability of materials on deposit, ATCC is not liable for damages arising from the misidentification or misrepresentation of such materials.

Please see the material transfer agreement (MTA) for further details regarding the use of this product. The MTA is available at www.atcc.org.


Utasítás

Co-culture Experiments with Lonza's Small Airway Epithelial Cells and SAGM TM BulletKit TM Media

Data Courtesy of Furukawa, et al. Lonza's SAEC cells were co-cultured with primary normal mammary epithelial cells, breast cancer cell lines MCF-7 and MDA-MB-231 in Lonza's SAGM TM BulletKit TM Growth Media. Breast cancer cell lines showed differences in morphology and proliferation rates in the presence of small airway epithelial cells. The image above shows phase contrast imaging with a fluorescent (red) overlay of MCF-7 cell line. MCF-7 cell lines survived as tight clusters in SAGM TM Media. When co-cultured with Lonza's primary SAECs, MCF-7 cells demonstrated enhanced growth all the while staying clustered.

Subscribe to our eNewsletter

Keep up to speed on the latest scientific developments, events, tips and tools from Lonza.

Interested in our Webinars?

Need a break from your daily routine? Grab a coffee and check out our free webinars.

Need a Quote or Any Support?

Are Lonza's primary cells and media applicable to your project? Do you need a quote or any help? Contact us and a local representative will get back to you.


Mód

Growth Requirements

The culture media used for cell cultures are generally quite complex, and culture condition widely varies for each cell type. However, media generally include amino acids, vitamins, salts (maintain osmotic pressure), glucose, a bicarbonate buffer system (maintains a pH between 7.2 and 7.4), growth factors, hormones, O2 és CO2. To obtain best growth, addition of a small amount of blood serum is usually necessary, and several antibiotics, like penicillin and streptomycin are added to prevent bacterial contamination.

Temperature varies on the type of host cell. Most mammalian cells are maintained at 37 o C for optimal growth, while cells derived from cold-blooded animals tolerate a wider temperature range (i.e. 15 o C to 26 o C). Actively growing cells of log phage should be used which divide rapidly during culture.

Process to obtain primary cell culture

Primary cell cultures are prepared from fresh tissues. Pieces of tissues from the organ are removed aseptically which are usually minced with a sharp sterile razor and dissociated by proteolytic enzymes (such as trypsin) that break apart the intercellular cement. The obtained cell suspension is then washed with a physiological buffer (to remove the proteolytic enzymes used). The cell suspension is spread out on the bottom of a flat surface, such as a bottle or a Petri dish. This thin layer of cells adhering to the glass or plastic dish is overlaid with a suitable culture medium and is incubated at a suitable temperature.

Aseptic technikák

Bacterial infections, like Mycoplasma and fungal infections, commonly occur in cell culture creating a problem to identify and eliminate. Thus, all cell culture work is done in a sterile environment with proper aseptic techniques. Work should be done in laminar flow with the constant unidirectional flow of HEPA filtered air over the work area. All the material, solutions and the whole atmosphere should be of contamination-free.

Cryopreservation

If a surplus of cells is available from sub-culturing, they should be treated with the appropriate protective agent (e.g., DMSO or glycerol) and stored at temperatures below –130°C until they are needed. This stores cell stocks and prevents original cell from being lost due to unexpected equipment failure or biological contaminations. It also prevents finite cells from reaching senescense and minimizes risks of changes in long term cultures.

When thawing the cells, the frozen tube of cells is warmed quickly in warm water, rinsed with medium and serum and then added into culture containers once suspended in the appropriate media.


What Is the Function of the Cheek Cell?

A cheek cell, an epithelial cell found in the tissue on the inside lining of the mouth, continually secretes mucus to maintains a moist environment in the mouth. Together with salivary glands that secrete saliva, the cheek cells supply enough moisture in the mouth for enzymes to thrive. This moisture softens food, assists in swallowing and starts digestion.

The epithelial cells in the lining of the mouth are referred to as basal mucosa and divide roughly every 24 hours. They can easily be obtained through a simple swab or a mouth rinse. The cheek cell is very simple, but it contains the entire genetic makeup of the person's body. For this reason, cheek cells are frequently used to establish paternity and other investigations involving DNA. More recently, researchers have discovered that the cheek cell can be used to measure a person's likelihood of having high blood pressure.

A human cheek cell is thin, flat and irregularly shaped and has a large nucleus that contains the DNA. Its plasma membrane helps the cell to maintain suitable temperature while giving it its shape. Since it is selectively permeable, it only allows certain molecules into and out of the cell. Its cytoplasm contains water that dissolves nutrients and enzymes.


Basic equipment and reagents required for cell culture

To conduct research requiring cell culture work and to perform fundamental cell culture protocols, there are several key pieces of equipment and some basic reagents that are required, summarized in Tables 1 and 2.

Asztal 1: Basic equipment required for cell culture. 3 , 4 , 5 The images were created with BioRender.com.

Table 2: The basic reagents needed for cell culture. 2 , 5

See section below on media for your cells.

Phosphate-buffered saline (PBS) used for washing cells.

An enzyme used to detach adherent cells from culture vessels for culturing, such as trypsin.

An agent that reduces the freezing point of media and slows the cooling rate to reduce the risk of ice crystal formation which can damage cells and cause cell death. Dimethylsulfoxide (DMSO) is most commonly used.



It is also important to have access to deionized and distilled water as well as ice. The nature of the experiments to be performed will inform the reagents that will need to be acquired.


Current Functions

1) Tissue Procurement

Obtain nasal tissues and tracheo-bronchiolar segments from normal, CF, and disease control humans as sources of airway epithelial cells (hAE). The MLI TPC then utilizes the harvested hAE cells for culture, for ex vivo experiments, for RNA and proteins representative of in vivo conditions, and for in situ hybridization and immunohistochemistry. As a service to the greater CF research community (Function 6), the MLI TPC accepts tissues from other institutions through longstanding sources including local and distant outpatient surgical centers such as the UNC Lung Transplant Program, Carolina Donor Services, International Institute for the Advancement of Medicine (IIAM, Edison, NJ), and the National Disease Research Interchange (NDRI, Philadelphia, PA). The MLI TPC also accepts tissues from highly motivated donors nationally and internationally. Ongoing sources of CF tissues from independently recruited lung transplant programs include Loyola University, Maywood IL, Vanderbilt University, Medical College of Wisconsin, Israel, and Duke University Medical Center. Furthermore, in collaboration with the Cystic Fibrosis Foundation Therapeutics (CFFT) and NDRI, explanted CF lungs from multiple lung transplant centers are sent to UNC for processing.

2) Airway Epithelial Cell Isolation and Culture

a) Isolate epithelial cells from excised human nasal tissues, including endosinus mucosa, and cartilaginous bronchi of human lungs for distribution to investigators.

b) Prepare and maintain primary epithelial cell cultures, such as primary alveolar epithelial cells, microvascular endothelial cells and/or fibroblasts from the tissues noted above. The Core provides support for the preparation of well-differentiated airway epithelial cultures from passaged, or cryopreserved and thawed human cells, on permeable substrates.

c) Optimize and standardize epithelial culture conditions to replicate the gene expression, morphological differentiation, and physiologic functions of airways.

The MLI TPC also provides passage 1 airway epithelial cells, like primary cells, they too are suitable for producing well-differentiated cultures on porous supports. Representative sections of well-differentiated nasal and bronchial airway epithelial cell cultures are shown in Figure 1.

1.ábra. Representative photomicrographs of well-differentiated passage 1 nasal (A) and bronchial (B) human airway epithelial cells grown at an air-liquid interface for 14-21 days. OsO4 fixation, epon embedding and Richardsons stain, both panels at the same magnification, original magnification=1000x.

Routine MLI TPC procedures have significantly improved our ability to study differentiation-dependent functions (Figure 2) and have also increased the number and area of well-differentiated cultures produced from each sample. Possessing the ability to store primary cells at differing stages of maturity from the same patient sample allows repeat experiments with the same specimen. Additionally, we can perform simultaneous experiments with replicate cultures derived from multiple patients.

2. ábra. Demonstration of rotational mucus transport in well-differentiated cultures. A) 1 mm fluorescent microspheres were added to the culture surface and were propelled by the coordinated beating of cilia. A 5-second time-lapse exposure is shown. B) Linear velocities of the particles were measured and plotted as a function of distance from the center of rotation.

The in-house production of BEGM and ALI media has also resulted in significant cost savings and a deeper understanding of cell culture among staff. We are focused on producing cultures that accurately mirror in vivo gene expression, morphology, and physiology and which reproduce known differences between CF and non-CF individuals in vivo. Supplying large numbers of cultures, and large batches of media, in response to changing investigator needs is one of the major MLI TPC functions.

3) Collect Airway Surface Liquid (ASL) from in vivo és in vitro Minták

Critical testing of current advances in CF pathogenesis requires direct measurement of the chemical composition of human ASL. We have consistently collected and distributed in vivo airway mucus secretions for the study of biochemical composition, biophysical properties and as the source of the supernatant of mucopurulent material (SMM) from CF lungs. Additionally, ASL from well-differentiated cultures is used to stimulate air-liquid interface (ALI) cultures and serves as the basis for key experiments related to novel concepts in CF. The MLI TPC provides luminal contents of CF lungs explanted during transplant or removed at autopsy and harvests ASL from in vitro sources.

4) Genetic Manipulation of Cell Cultures

3. ábra. Lentiviral vector genetic manipulation of hTBE cells. A) hTBE cells were sham-transduced (control) or infected with lentiviral vectors expressing a fused GFP/Blasticidin resistance protein (GFP/BSD) or red fluorescent protein linked to GFP/BSD by an internal ribosome entry site (RFP IRES), conventional epifluorescence microscopy 5 days following infection. B) RFP IRES-infected cells were trypsinized from plastic dishes, passaged to air-liquid interface cultures and allowed to differentiate for 35 days, X-Z plane confocal image. Note that the GFP/BSD fusion protein is apparently excluded from the nucleus while the RFP distributes equally. Basal cell expression is apparently lower from the CMV promoter, and alternative promoters enabling uniform expression are being tested.

Use adenovirus, adeno-associated virus, lentivirus (see Figure 3) and retrovirus vectors in combination with chemical treatment as necessary, to assist in the production of genetically manipulated, well-differentiated primary airway epithelial cell cultures.

5) Create and Characterize Novel Cell Lines

Use recent advances in cell immortalization technology to create new cell lines and characterize their biochemical properties, morphology and electrophysiologic function. The goal of the TPC is to create new and better immortalized cells retaining a greater capacity to recapitulate normal airway epithelial function. We have used retroviral transduction to serially introduce SV40 ER or HPV E6/E7 and hTERT into non-CF and CF cells. Their growth potential, morphology, biochemical features and electrophysiologic properties are studied using typical methods. Our ongoing observations have revealed that cells immortalized by SV40 ER or HPV E6/E7 and hTERT, when grown at an air-liquid-interface, are not optimal for CF-related investigation. This has led to novel studies using Bmi-1 oncogene to create superior cell lines (AJP 2009). Six novel cell lines using the Bmi-1 oncogene (3 normal and 3 deltaF508 homozygous CF) have been characterized (see Figure 4).

6) Translation of Technology and Reagents to the Greater CF Research Community

Our Core strongly observes the philosophy of developing non-proprietary technology and supporting its widespread translation. By providing material and consultative support, the MLI TPC allows others to develop or improve upon their own in-house cell culture capabilities. This involves the shipment of cells or media, hosting visitors for training, and publication of methods specifically related to improvements in human airway cell culture. In addition to hosting periodic training sessions for visitors from the US, England, Ireland, Switzerland, Canada, France, and Israel for the purpose of technology transfer, the MLI TPC consults with distant users as they encounter experimental difficulties related to their cell model work. The MLI TPC’s standing as a recharge center has allowed for a more accessible and efficient user experience. We are able to provide immortal cell lines at minimal expense, custom cell line creation for those who have sent us tissue specimens using CRC technology, and offer customized media based on manager approval.

Some of our latest updated methods have been published as a part of the Methods in Molecular Biology (MIMB) series, with the title “Epithelial Cell Culture Protocols.” The MLI TPC strives to meet the needs of academic, UNC, and commercial interests, when possible. Consultative support including advice, protocols, and more can be found on this site. If there are any requests outside of the information provided, feel free to contact the Laboratory Manager with the link provided at the top of the page.

7) New Initiatives Based on Investigator Needs

4. ábra. Robotic two plate TECC24 device that will facilitate quality control and experimental electrophysiologic testing. This device will increase our capacity to test cells from the current six, to 36 specimens per day (in quadruplicate wells). This piece of equipment is integral in improving the efficiency of our quality control testing process. The device also requires fewer cells from each specimen for analysis, which is ideal for the conservation of our resources.

Representative Ussing chamber results from UNCN1-3T (normal) and UNCCF1-3T (CF) cell lines. Note the absence of a forskolin (Fsk) response in the 4 replicate CF cell tracings, Amil = amiloride.

The TPC is responsive to the changing needs of UNC MLI investigators and provides material support for phasic motion and cyclic compressive stress studies, chambers for exposure to hypoxic conditions, mouse airway epithelial cell cultures, human lung vascular endothelial cell cultures and human alveolar epithelial cell cultures. The TPC has applied new methods enabling routine provision of well-differentiated tracheal epithelial cell cultures from normal mice as well as cultures from genetically manipulated mice, including CF mice, mice over-expressing the epithlial Na + channel, Coxsackie adenovirus receptor expressing mice, caveolin knockout mice and other genetically unique strains.


Nézd meg a videót: Az antibiotikum-rezisztenciáról röviden (Augusztus 2022).