Információ

18.3: Nitrogénkiválasztás és karbamidciklus – Biológia

18.3: Nitrogénkiválasztás és karbamidciklus – Biológia



We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

A karbamid ciklus

Most abban a helyzetben vagyunk, hogy meglássuk, mi történik a felesleges NH-val3/NH4+ amely a máj mitokondriumában halmozódik fel. Ha az étrended magas fehérjében és ebből kifolyólag aminosavat is tartalmaz, mivel ezek önmagukban nem raktározódnak fehérjeként, energiává metabolizálódnak, és az anyagcseretermékek zsírrá vagy szénhidráttá alakulhatnak. A levelek felesleges nitrogént hagynak maguk után, amely többnyire karbamidként válik ki a kiválasztáshoz.

Karbamid egy nagyon vízben oldódó, nem toxikus molekula, amelyet a biokémikusok a laboratóriumban fehérjék kémiai denaturálására használnak (3-6 koncentrációban). M). A klinikai vér karbamidkoncentrációit vér karbamidban fejezzük ki Nitrogén (BUN), amelyek 7-20 mg/dL N, ami 2,5-7,1-nek felel meg mM karbamid. A szérumszintek túlnyomórészt a karbamid májban történő szintézise és a vesén keresztül történő eliminációja közötti egyensúlytól függenek. A normál celluláris karbamid koncentrációnak hasonlónak kell lennie.

A karbamidot a karbamidciklusnak nevezett útvonal termeli, amint az az alábbi ábrán látható.

arginoszukcinát liáz

Az enzimek nevei:

  • CPS1: karbamoil-foszfát-szintáz I
  • OTC: ornitin transzkarbamoiláz
  • ASS1: arginoszukcinát szintáz 1
  • ASL: arginoszukcináz lizáz (más néven arginoszukcináz)
  • ARG1: argináz

Színkóddal van ellátva, hogy megjelölje a C és N atomok forrását. Az egyik N ammóniából (vagy közvetve a glutamin amido-N-jából) származik, míg a C atom karbonátból származik. A másik az aszpartát aminjából származik. Vegye figyelembe, hogy 3 ATP-t használnak a ciklus működtetéséhez. Vegye figyelembe az arginin guanidinocsoportját is (NH(NH2+)NH2) a 2 N atom közvetlen donora a karbamidot termelő lépésben. Tudva, hogy az egyik aminosav a karbamid N atomjainak közvetlen donora, könnyen megjósolhatná ezt.

Most nézzünk meg néhány lépést, kezdve az ATP-vel működő lépésekkel, amelyekben a nitrogén is beépül a karbamid prekurzoraiba.

Karbamoil-foszfát-szintáz I (CPS I)

Ez az enzim katalizálja az útvonal első „lekötött” útját, és a ciklusba belépő reagenst karbamoil-foszfáttá alakítja. Ehhez egy specifikus kofaktorra, az N-acetil-glutamátra (NAG) van szükség, amelyet a glutamát acetil-COA-val történő acetilezésével állítanak elő, NAG-szintáz enzim segítségével, amelyet arginin aktivál. A reakció nem része a körforgásnak, hanem bemenetet biztosít hozzá.

Ennek az enzimnek a citoszolos változatát, a CPS II-t használják arginin és pirimidin nukleotidok szintézisére, glutamint használva NH donorként.4+amely a karboxi-foszfáttal reagálva karbamoil-foszfátot termel. A NAG nem szabályozza.

A CPS I módot ad a (C=O)NH képzésére2 A karbamid egysége a bikarbonát és az ammónia kondenzálásával karbamátot képez, amely hidrolízistermékeihez képest nagy energiájú "motívumot" tartalmaz. (Megjegyzés: ez nem jelenti azt, hogy a megszakadt kötés nagy energiájú, ez egy téves elnevezés sok könyvben található.) Ezért a reakciót 2 ATP hajtja energiaforrásként. A karbamid tehát olyan molekula, amely mindkét NH-t "hordozza".3/NH4+ hanem karbonát is.

Az alábbiakban bemutatjuk a karbamoil-foszfát-szintáz reakciómechanizmusát.

A két nagy energiájú motívummolekula (ismét tekintettel a hidrolízis termékeikre) védett a nem specifikus hidrolízistől, mivel a kevert anhidrid egy elkülönített alagúton halad át a multimer enzim távolabbi foszforilációs helyére.

Az alábbi struktúra 2 ADP-t és egy NAG-t mutat a multimer egyik láncához kötve. A "szabadon lebegő" NAG, ADP és ionok (magnézium és kálium) a másik monomerhez kötődnek, amely nem látható az ábrán.

iCn3D modell: csere

A fehérje monomer-dimer egyensúlyi keverékben létezik. Mindegyik monomerben 1 NAG és 2 ADP található, amelyek a két különböző kötőhelyet képviselik a két különböző foszforilációs lépéshez, amint az a fenti reakcióban látható. A két foszforilációs helyet egy alagút köti össze, amely lehetővé teszi a kevert anhidrid átjutását a karbamát foszforilációs helyére. A NAG egyértelműen alloszterikus módosító, mivel nem kötődik a foszforilációs helyek közelében. Az enzim apo formájához kötődve nagy konformációváltozást vált ki, ami lehetővé teszi, hogy egy kompetens enzimkonformáció domináljon egy teljes alagúttal.

Az alábbiakban a humán CPS I enzim egyik monomerének alagútjának képei láthatók.

Felül: Az ADP-k lent láthatók helykitöltésben CPK színnel. A két ADP-hely közötti alagút bíbor színnel van kiemelve. A sárga molekula a NAG, amely ismét egy alloszterikus helyhez kötődve fejti ki aktivációs hatását, ami hatékonyan nyitja meg az alagutat.

A következő képen az enzim monomer más orientációban látható, egy alagúttal ChExVis: egy eszköz a molekuláris csatorna kinyerésére és megjelenítésére. A nagy piros és zöld gömb a felszíni nyílásokat mutatta.

Az alábbi ábra felső panelje az alagút angströmben kifejezett sugarát mutatja, amely a vörös gömbtől a zöld gömbig halad a fenti képen. Az alsó panel az alagutat körülvevő aminosavak hidrofób (piros)/hidrofilitásának (kék) mértékét mutatja.

ASS1: Argino-szukcinát szintáz 1

Egy másik ATP-t hasítanak, hogy a citrullin arginoszukcináttá alakuljon, amely könnyen lehasítható a következő lépésben, így arginin aminosav keletkezik.

ASL: arginoszukcináz lizáz (más néven arginoszukcináz)

Ez az enzim egy béta-eliminációs reakciót katalizál, amely E2 vagy E1 mechanizmuson keresztül mehet végbe. Az alábbiakban egy általános, de nagyon lerövidített mechanizmust mutatunk be, amely kétlépéses (E1) eliminációt mutat karbanion köztiterméken keresztül.

Az alábbi modell az arginoszukcinát (AS11) az ASL négy monomerének egyikének aktív helyéhez kötődik. Mycobacterium tuberculosis (6IEN). A kulcsfontosságú katalitikus maradékok a Ser 262 és a His 161, amelyek általános savként/bázisként működnek, elősegítve a proton absztrakciót és a redonációt. Úgy tűnik, hogy a Lys 288 atipikus pKa-értékkel rendelkezik (6,0), ami elősegítheti a Ser 262 deprotonációját, lehetővé téve, hogy általános bázisként működjön. https://iubmb.onlinelibrary.wiley.com/doi/full/10.1002/iub.2000

https://structure.ncbi.nlm.nih.gov/i...qKVpmzdwBzFJL8 O

Ornitin transzkarbamioláz

A reakció mechanizmusa itt meglehetősen egyszerű. A karbamoil-foszfát egy aktivált elektrofil, amelyben a karbonil-C-t az ornitin deprotonált aminocsoportja támadja meg, és így citrullint termel. A gén az emberben az X kromoszómán található, így a férfiaknál a mutációk "hiperammonémiás kómához" és halálhoz vezetnek. A heterozigóta nőstények tünetmentesek lehetnek, vagy általában végzetesnek bizonyulnak. A heterozigóta nőstények vagy tünetmentesek, vagy a pirmidin-bioszintézis hibáiból adódó problémákkal küzdenek, amelyeket alacsony fehérjetartalmú étrenddel arginin hozzáadásával lehet enyhíteni.

Argináz

Ennek az enzimnek két általános változata létezik, az Argináz I egy citoszol enzim, amely a májban expresszálódik, és részt vesz a karbamid szintézisében. Az argináz II egy mitokondriális enzim, és általában véve részt vesz az arginin metabolizmusában.

"A szubsztrát L-arginin kötődik az aktív helyhez, de nem koordinálódik közvetlenül a fémion centrumokhoz. A fém-híd-hidroxid ezután nukleofil támadást indít a szubsztrát guanidinium csoportja ellen, ami tetraéderes intermedier képződéséhez vezet. Az Asp-128 által közvetített protontranszfer a kilépő aminocsoportba, a tetraéderes intermedier összeomlásával l-ornitin és karbamid keletkezik, az utolsó lépésben az aktív hely regenerálására és a termékek felszabadítására egy vízmolekula lép be, amely áthidalja a binukleáris mangán klaszter, aminek következtében a karbamidtermék a mangán terminális koordinációs helyére költözik Az oldószert a His-141 oldallánca közvetíti."

Az alábbi modell a humán argináz I (3KV2) aktív helyét mutatja az N(omega)-hidroxi-nor-L-arginin inhibitorral komplexben, amelyben az egyik guanidino N-t OH helyettesíti. A két szürke gömb Mn-ion.

Itt van egy másik modell, amely egy aktív helyet mutat a vízben (480) az MN-ionok közelében. A vízmolekulák ligandumként működhetnek, és egy koordináta kovalens kötésen keresztül átmeneti állapotú fémionokat köthetnek meg. A megkötött víz pKa-értéke alacsonyabb értékre tolódik el, így nagyobb valószínűséggel deprotonálódik, és OH keletkezik.-, ami egyszerre jobb bázis és nukleofil. Úgy tűnik, hogy az aktív helyen lévő 480-as víz koordináta kovalens kötést hoz létre a Mn-ionhoz, aktív hely hidroxidot képezve, amely megtámadja az arginin guanidinocsoportját, ami karbamid és ornitin képződéséhez vezet.

Statikus kép:

Rendelet

Ha felesleges aminosavakat/fehérjéket fogyasztunk, a génexpresszió változása növelheti az enzimek szintjét a karbamid ciklusban. Rövid távon az aktivitást a ciklusba bejutást biztosító enzim, a karbamoil-foszfát-szintáz szabályozza, amelynek aktivitását N-acetilglutaminsav szabályozza, és amely katalizálja a sebességkorlátozó lépést. Mint fentebb látható, az alloszterikus szabályozó, a NAG nélkül az enzim funkcionálisan inaktív. A NAG szintjét a NAG szintáz enzim határozza meg, amelyet magát a szabad arginin, a ciklusban a karbamid közvetlen prekurzora szabályoz. Kiegészítő arginint adnak a karbamid rendellenességben szenvedő betegeknek, és hatása valószínűleg a NAG szintáz szabályozásán keresztül következik be.

A karbamid-ciklus és a TCA-ciklus közötti kapcsolat

Az Ön által feltárt főbb útvonalak közül kettő, a TCA és a karbamid ciklus, nem lineáris, hanem ciklikus utak. Milyen előnyöket kínál a "kör alakú" a lineárishoz képest? Talán a gazdasági utakkal való összehasonlítás adhat támpontot. A lineáris gazdaságban a nyersanyagokat olyan termék előállításához használják fel, amelyet végül szemétként dobnak ki. Sajnos a lineáris utak uralják világunkat, ami nagy költséggel jár környezetünk számára. A lineáris gazdaság hatékonyságának csökkentése és életképesebbé tétele, valamint a környezeti károk és a kapcsolódó éghajlatváltozás csökkentése érdekében a világnak át kell térnie a körkörös gazdaságra. A körkörös gazdaságot az úgynevezett 3R-ek jellemzik: csökkenteni, újrafelhasználni és újrahasznosítani. Ez erőforrásokat és energiát takarít meg. Ezek a jellemzők a körkörös biokémiai utakra is vonatkoznak, mivel a metabolitok csökkent szintje újrafelhasználásra és újrahasznosításra kerül.

Ennek ismeretében nem lehet meglepő, hogy a karbamid- és a TCA-ciklus összefügg, különös tekintettel arra, hogy a fumársav a karbamid-ciklus terméke és a TCA-ciklus ciklikus metabolitja. Ezenkívül az aszparaginsav egy transzaminatin lépésre van az oxálacetáthoz.

A karbamid egyik nitrogénje az aszpartát aminjából származik, amely a TCA-ciklusból az oxálacetát transzaminációjával képződhet aszpartáttá. Mivel a TCA ciklus egy ciklus, egy oxálacetát egyenértékének kell visszatérnie a ciklusba. Ezt közvetve a fumarátból, a karbamidciklus melléktermékeként termelődő TCA intermedierből teszi, de a fumarát a citoplazmában termelődik. Ott maláttá alakul, amit egy transzportfehérje, a mitokondriális 2-oxoglutarát/malát transzporter szállíthat a mitokondriumokba, ami egy újabb, a fenti ábrán látható ciklus része. aszparát arginoszukcinát shunt. A fumarát bejuttatása az űrsiklóba a aszparát arginoszukcinát shunt a fenti ábrán látható. Amint a malát belép a mitokondriális mátrixba, közvetlenül oxálacetáttá alakulhat.

Vegye figyelembe, hogy ezek a kapcsolt ciklusok megkövetelik a számos enzim () mitokondriális és citoplazmatikus formáinak jelenlétét, valamint egyensúlyt a két kulcsfontosságú aminosav között a mitokondriális megosztottságon, a glutamát és az aszparatát között. Az egyik ilyen kulcsenzim az MINTpartate Amino Transferase (AST), más néven Glutamát Oxalacetát Tranzamináz (KAPOTT), az aszpartát + α-ketoglutarát ↔ oxálacetát + glutamát fordított reakciójáról nevezték el. Ahogy az előző fejezetben említettük, ez a kulcsfontosságú enzim megtalálható a vérben, ha a máj károsodott, ezért szintjeit rutinszerűen használják a károsodott májműködés orvosi vizsgálatánál.

A malát-aszparattranszfer másik kulcsfontosságú funkciója a glikolízis és a zsírsav-oxidáció során a citoplazmában termelődő NADH csökkentett "ekvivalenseinek" a mitokondriumokba juttatása. A NAD számára nincs membrántranszporter+ vagy NADH. Ehelyett az oxalacát NADH általi citoszolos redukciója által termelt citoplazmatikus malát a mátrixba szállítható, amely átalakíthatja a mitokondriális NADH-t az oxálacetáttá való visszaalakulás során. A NADH ezután felhasználható az ATP-termelés energiaellátására a mitokonriális elektrontranszport/oxidatív foszfoirlációs útvonalakon keresztül.

Energetikai szempontból 2 ATP molekulában lévő négy foszfoanhidrid kötést használnak fel egy karbamid molekula előállítására. Ezt a nagy energiafelhasználást részben kompenzálja a "fumarát ekvivalensekből" előállított ATP, amely az aszparát arginoszukcinát és az aszpartát arginoszukcinát söntjein keresztül jut be a mitokondriumokba, valamint az NADH áthaladása oxidatív foszforiláción keresztül.


A nitrogén anyagcsere és kiválasztás ontogénje

Sok halfajnál a nitrogén anyagcsere és -kiválasztás korai mintázatát az aminosavak, mint elsődleges tüzelőanyag dominanciája, valamint az ebből eredő mérgező végtermék, az ammónia befolyásolja. A tengeri teleoszták nyílt tengeri tojásai íváskor nagy mennyiségű FAA-t tartalmaznak. A petesejtek végső érése során az FAA specifikus tojássárgája fehérjék hidrolízisével keletkezik, és elősegíti a tojás hidratálását. Az exogén táplálkozás kezdetén a tengeri hallárvák elkerülhetetlenül új FAA-készletet nyelnek be zooplankton-zsákmányaikkal, és így az alacsony bélproteolitikus kapacitás ellenére folytathatják az aminosav-alapú energiaeloszlást. Az ammóniakiválasztás mértéke a fejlődési szakaszban növekszik, de az ammónia is jelentős mértékben felhalmozódik a kikelés körül. Történelmileg a karbamid kiválasztását csekély jelentőségűnek tartották a teleoszták embrióiban és lárváiban, de a közelmúltban egyes fajoknál jelentős mennyiségű karbamidciklus enzimet észleltek az embriogenezis során, annak ellenére, hogy a felnőtteknél alacsony vagy nem észlelhető szint. A nitrogénkiválasztás mechanizmusait csak édesvízi szivárványos pisztráng embriókban tanulmányozták, ahol az ammóniakiválasztás az NH parciális nyomásgradiensétől függ.3. A különböző élettörténettel és környezettel rendelkező fajok változatos skálájával kapcsolatos jövőbeli kutatások kibővítik a nitrogénkiválasztás ontogénjével kapcsolatos ismereteinket.


A nitrogénkiválasztás és az aminosav-katabolizmus kapacitásának változása a tengeri lámpaláz (Petromyzon marinus) életciklusa során

Az állkapocs nélküli hal, a tengeri lámpaláz (Petromyzon marinus) életének egy részét üregben lakó, felfüggesztéssel táplálkozó lárvaként (ammocoete) tölti, majd átalakul szabadon úszó, élősködő ivadékká, amely a halak vérével táplálkozik. Megjósoltuk, hogy az állatok ebben a fiatalkori, parazita stádiumban nagy mennyiségű aminosav-katabolizáló képességgel rendelkeznek, ha nagy mennyiségű fehérjében gazdag vért fogyasztanak. A posztmetamorf (nem táplálkozó) és parazita lámpásoknál a hatszor-20-szor nagyobb ammóniakiválasztási arány (J(Amm)) az ammocoetesekhez képest arra utal, hogy az aminosav-katabolizmus alaparánya megnőtt a metamorfózist követően. Ez valószínűleg a nagyobb bazális aminosavkatabolizáló kapacitásnak köszönhető, amelyben hatszor magasabb volt a máj glutamát-dehidrogenáz (GDH) aktivitása a parazita lámpásokban, mint az ammocoétákban. Az immunoblot vizsgálat azt is kimutatta, hogy a GDH mennyisége 10-szer, illetve háromszor nagyobb volt a parazita lámpásokban, mint az ammocoetákban és a felfelé vándorló lámpásokban. A parazita lámpásoknál a máj magasabb alanin és aszpartát aminotranszferáz aktivitása szintén fokozott aminosavkatabolizáló képességre utalt ebben az életszakaszban. A parazita lámpalázakkal ellentétben a felfelé vándorló lámpalázak izomzatában a kétszer nagyobb szabad aminosavkészlet megerősítette, hogy ezt a természetes éhezési időszakot jelentős proteolízis kíséri. A karbamoil-foszfát-szintetáz III-at alacsony szinten mutatták ki a parazita és az upstream vándorló lámpások májában, de nem volt bizonyíték az extrahepatikus (izom, bél) karbamidtermelésre az ornitin-karbamid cikluson keresztül. Azonban az argináz aktivitás és az arginin magas koncentrációjának kimutatása a májban minden vizsgált életszakaszban arra enged következtetni, hogy az arginin hidrolízise a karbamid fontos forrása. Arra a következtetésre jutottunk, hogy a metamorfózist metabolikus átrendeződés kíséri, amely megnöveli a parazita tengeri lámpások azon képességét, hogy katabolizálják a zsákmányaiktól/gazdáiktól származó fehérjében gazdag vér beviteléből adódó időszakosan nagy aminosavterhelést. Az energiadús szénvázak ezt követő generációja ezután oxidálható vagy megtartható a glikogén- és zsírsav-szintézishez, amelyek alapvető üzemanyagok a tengeri lámpaláz életciklusának felfelé irányuló vándorlási és ívási szakaszában.


Hogyan választják ki a rovarok a nitrogéntartalmú hulladékokat

A mikroorganizmusok és a gerinctelen állatok primitívebb és egyszerűbb mechanizmusokat használnak anyagcsere-hulladékaik eltávolítására, mint az emlősök vese- és húgyúti rendszere. Három kiválasztó rendszer alakult ki az organizmusokban az összetett vesék előtt: vakuolák, lángsejtek és Malpighian tubulusok.

Tanulási célok

  • Magyarázza el, hogy a mikroorganizmusokban jelenlévő vakuolák hogyan választják ki a hulladékot
  • Ismertesse a férgek lángsejtek és nephridiák kiválasztó funkcióit és az ozmotikus egyensúly fenntartásának módját
  • Magyarázza el, hogyan használják a rovarok a Malpighian tubulusokat a salakanyagok kiválasztására és az ozmotikus egyensúly fenntartására
  • Azonosítsa a gyakori hulladékokat és hulladékrendszereket

Karbamid szállítás

A karbamid transzporter (UT)-A1 fehérje a terminális belső velőgyűjtő csatorna (IMCD) apikális plazmamembránjában expresszálódik (10�). 12 transzmembránon átívelő doménből áll, amelyeket citoplazmatikus hurok köt össze (2. és ​ és 3. ábra) 3 ) (13). Az UT-A3 az UT-A1 N-terminális fele, és az IMCD-ben is expresszálódik, elsősorban a bazolaterális membránban, de vazopresszin stimuláció után az apikális membránban is kimutatható (14,15). Az UT-A2 az UT-A1 C-terminális fele, és a vékony leszálló végtagban fejeződik ki (11,15�). Az UT-A4 az UT-A1 N-terminális 25%-a, amely a C-terminális 25%-ához kapcsolódik (11). Az UT-B1 fehérje vörösvértestekben (11, 16, 17) és nem fenesztrált endothel sejtekben expresszálódik, amelyek jellemzőek a leszálló vasa rectára, különösen azokban, amelyek a csatorna klasztereken kívül vannak (18).

Karbamid transzporterek a nefron mentén. A rajzfilm és a szövettan a karbamid transzportereket (UT-A1/UT-A3, UT-A2 és UT-B1) mutatja a nefron mentén. Az UT-B1 főként a vasa rectában, az UT-A2 a Henle-hurok vékony leszálló végtagjában, az UT-A1 (apikális) és az UT-A3 (bazolaterális) pedig a belső velőcsatorna gyűjtőcsatornájában található. Módosítva a 12. hivatkozástól, engedéllyel.

A négy vese UT-A fehérje izoforma. Az UT-A1 a legnagyobb fehérje, amely 12 transzmembrán hélixet tartalmaz. A 6-os és 7-es hélixet egy nagy intracelluláris hurok köti össze, amely a közelmúltban végzett vizsgálatok szerint kulcsfontosságú az UT-A1 funkcionális tulajdonságai szempontjából (1). Az UT-A3 az UT-A1 N-terminális fele, míg az UT-A2 az UT-A1 C-terminális fele. Az UT-A4 az UT-A1 N-terminális negyede, amely a C-terminális negyedhez kapcsolódik. Módosítva a 13. hivatkozásról, engedéllyel.

Karbamid-kezelés a Nephron mentén

A karbamid átszűrődik a glomeruluson, és bejut a proximális tubulusba. A karbamid koncentrációja az ultrafiltrátumban hasonló a plazmához, így a proximális tubulusba jutó karbamid mennyiségét a GFR szabályozza. Általában a szűrt karbamidmennyiség 30%-a ürül ki. A karbamid-koncentráció a proximális kanyargós tubulus első 75%-ában nő, ahol körülbelül 50%-kal magasabb értéket ér el, mint a plazma (11). Ez a növekedés a sótranszport miatt másodlagosan a víz eltávolításából ered, és a proximális tubulus többi részében fennmarad. A karbamid transzportját a proximális tubuluson nem szabályozza a vazopresszin (más néven antidiuretikus hormon), de fokozódik a nátriumtranszport növekedésével.

A Henle-hurkok két típusa létezik: hosszú hurkos a juxtamedullaris nefronokban és rövid hurkos a kortikális nefronokban. A különbség az, hogy a rövid hurkú nefronokból hiányzik a vékony felszálló végtag (4. ábra). A rövid hurkok minden része átjárható a karbamid számára, de a karbamid mozgásának iránya és nagysága az állat diuretikus állapotától függően változik (11). A karbamid koncentrációja a korai disztális tubulusban (a hurok végén) elérheti az antidiuretikus patkányok plazmakoncentrációjának hétszeresét, ami magasabb, mint a hurok kezdetén. Ezért a közbeeső szegmensek támogatják a karbamid szekréciót antidiuretikus körülmények között. Ezzel szemben a vízdiurézis során nincs különbség a karbamid proximális tubuláris mozgásában, míg a karbamid nettó reabszorpciója a rövid hurkokban történik (11).

A nefron szerkezete. A karikatúra a kéreget (fent), a külső velőt (középen) és a belső velőt (alul) ábrázolja, bemutatva a nefron különböző alstruktúráinak elhelyezkedését a következőképpen jelölve: 1, glomerulus 2, proximális tekercses tubulus 3s és 3l, proximális egyenes tubulus a rövid hurkos nephronban (3s) és hosszú hurkos nefron (3l) 4s és 4l, vékony leszálló végtag 5, vékony felszálló végtag 6s és 6l, velős vastag felszálló végtag 7, macula densa 8, distalis csavart tubulus 9, corticalis gyűjtőcsatorna 10, külső velős gyűjtőcsatorna 11, kezdeti belső velőgyűjtő csatorna és 12, terminális belső velőgyűjtő csatorna. Módosítva a 11. hivatkozástól, az American Physiological Society engedélyével.

Az 5. ábra a karbamid permeabilitását foglalja össze a patkányveséből származó különböző nefronszegmensek esetében. A proximális csavart tubulusok karbamid permeabilitása magasabb, mint a proximális egyenes tubulusokban. A rövid hurkok vékony, leszálló végtagjainak karbamid permeabilitása alacsony a külső velőben, de nagyobb a karbamid permeabilitása a belső velőben lévő hosszú hurkokban. A vékony, leszálló végtagokban a megnövekedett intraluminális karbamidkoncentráció a karbamid:víz arány változásából ered a vízveszteség miatt. Bár jelentős különbségek vannak a különböző állatokban mért abszolút karbamid permeabilitási értékek között, általános egyetértés van abban, hogy a karbamid a vékony végtagok lumenébe választódik ki antidiuretikus körülmények között (11). Ezenkívül a karbamid koncentrációját a hipertóniás medulláris interstitium által vezérelt vízvisszaszívás növeli, amely a karbamidnak az IMCD-ből való kiáramlásából ered.

Mért karbamid permeabilitás patkány vese különböző nephron szakaszaiban. CCD, corticalis gyűjtőcsatorna DCT, disztális csavart tubulus IMCD, belső velős gyűjtőcsatorna mTAL, velős vastag felszálló végtag OMCD, külső velőgyűjtő csatorna PCT, proximális csavart tubulus PST, proximális egyenes tubulus tAL, vékony limbdest felszálló, vékony limbdestd. Módosítva a 11. hivatkozástól, az American Physiological Society engedélyével.

A karbamidkoncentráció növekszik a vékony felszálló végtagokban (11) az IMCD-ből történő karbamid-újraabszorpció által biztosított karbamidszekréciós gradiens miatt. A gradiens csökken, ahogy a vékony felszálló végtagok felemelkednek, és csökken a karbamidnak a tubuláris lumenbe történő mozgatásának hajtóereje is. A karbamid koncentrációja a velős vastag felszálló végtag elejére eléri azt a szintet, amely ekvi-ozmoláris a környező interstitiummal. A vékony felszálló végtagokkal ellentétben a vastag felszálló végtagok karbamid permeabilitása alacsonyabb (11,16). Mindazonáltal általánosságban megnövekszik a karbamid koncentrációja a lumenben a vastag felszálló végtag kezdetétől a disztális, csavarodott tubulusig.

A disztális tekercses tubulus karbamid-áteresztőképessége alacsony, azonban némi karbamid újra felszívódik ebben a szegmensben, így a karbamid-koncentráció a szűrt terhelés körülbelül 110%-áról körülbelül 70%-ára csökken a kérgi gyűjtőcsatorna kezdeti részével. Mind a kortikális, mind a külső velőcsatornák alacsony karbamid-permeabilitásúak (11,16). Ezzel szemben az IMCD magas karbamid-permeabilitással rendelkezik, amelyet a vazopresszin növel. Az IMCD lumenéből kiterjedt karbamid reabszorpció az interstitiumba. Az IMCD-ből kilépő tubuláris folyadék (vizelet) a szűrt karbamidmennyiség körülbelül 50%-át tartalmazza.

A vizelet koncentráló mechanizmusa

A karbamid és a karbamid transzporterek kulcsszerepet játszanak a koncentrált vizelet előállítására szolgáló belső velőfolyamatokban. A karbamid jelentőségét a Gamble óta közel 8 évtizede értékelik et al. először írták le ‚ víz gazdaságosságát a veseműködésben a karbamidra hivatkozva” (19). A fehérjemegvonás csökkenti a maximális vizeletkoncentráló képességet, és karbamid infúzióval vagy a fehérje alultápláltság korrekciójával helyreáll (11,16). Csökkent maximális vizeletkoncentráló képesség több, génmanipulált egérben, amelyekben hiányzik a különböző karbamid transzporter(ek), beleértve az UT-A1/A3, UT-A2, UT-B1 és UT-A2/B1 knockout egereket (11,12,16) . Így, bár a mechanizmus, amellyel a belső velő a vizeletet koncentrálja, továbbra is vitatott, a karbamidból vagy a karbamid-transzporterekből származó hatásnak szerepet kell játszania (11, 16, 17).

A legszélesebb körben elfogadott mechanizmus a koncentrált vizelet termelésére a belső velőben a passzív mechanizmus hipotézis, amelyet Kokko és Rector (20) és Stephenson (21) javasoltak. A passzív mechanizmus megköveteli, hogy a belső medulláris intersticiális karbamid koncentrációja meghaladja a vékony felszálló végtag lumenében lévő karbamid koncentrációt. Ha nem megfelelő mennyiségű karbamid kerül a mély belső velőbe, a vizelet koncentráló képessége csökken, mert a vékony felszálló végtag passzív NaCl reabszorpciójához szükséges kémiai gradiensek nem állapíthatók meg. A karbamid belső medulláris interstitiumba történő bejuttatásának elsődleges mechanizmusa a karbamid reabszorpciója a terminális IMCD-ből (22). A karbamid reabszorpcióját az UT-A1 és UT-A3 karbamid transzporter fehérjék közvetítik (11,16,17). A 2. ábra a vizeletkoncentrációban szerepet játszó kulcsfontosságú karbamid transzportfehérjék elhelyezkedését mutatja.

Az UT-B1 karbamid transzporter a vizelet koncentrációjában is fontos szerepet játszik (11). Az UT-B1 fehérje a vörösvértestekben és a leszálló vasa rectában expresszálódik (11). Az UT-B1 a Kidd vércsoport-antigén, egy kisebb vércsoport-antigén. Az UT-B1 hiányában szenvedők nem tudják koncentrálni a vizeletüket 𾠀 mOsm/kg H2O, még vízmegvonás és vazopresszin beadása után is (23). Az UT-B1 knockout egerek maximális vizeletkoncentráló képessége is csökkent a vad típusú egerekhez képest (24). Ezek az adatok arra utalnak, hogy a karbamid transzportja a vörösvértestekben fontos a hatékony ellenáramú cseréhez, ami a maximális vizeletkoncentrációhoz szükséges (25). Ahogy a vörösvértestek leszállnak a medullába, karbamidot halmoznak fel, hogy ozmotikus egyensúlyban maradjanak a medulláris interstitiummal. Ahogy a vörösvértestek felszállnak a felszálló vasa rectában, el kell veszíteniük a karbamidot. UT-B1 hiányában a vörösvértestek nem képesek elég gyorsan elveszíteni a karbamidot, és a karbamid egy részét a velőből a véráramba vinni, ezáltal csökken az ellenáramú csere és a vizeletkoncentráló képesség hatékonysága (25).

A karbamid transzporter fehérjék gyors szabályozása

Vazopresszin.

A vazopresszin szabályozza az UT-A1 és az UT-A3 IMCD karbamid transzportereket is. A vazopresszin fokozza az UT-A1 és UT-A3 foszforilációját és apikális plazmamembrán felhalmozódását (14,26). A vazopresszin foszforilálja a 486-os és 499-es szerint az UT-A1-ben, és mindkettőt mutálni kell a vazopresszin stimuláció kiküszöbölése érdekében (27). A vazopresszin növeli a karbamid transzportot, a karbamid transzporter foszforilációját és az apikális plazmamembrán felhalmozódását két cAMP-függő útvonalon keresztül: a protein kináz A és a cAMP által aktivált fehérjecsere útján (28) (6. ábra). Az UT-A1-et és UT-A3-at nem tartalmazó, géntechnológiával módosított egerek vizeletkoncentráló képessége csökkent, a belső medulláris intersticiális karbamid tartalma, és az IMCD-kben hiányzik a vazopresszin által stimulált karbamidtranszport (29).

Karbamid transzport IMCD cellán keresztül. A vazopresszin kötődik az V2R, amely a bazolaterális plazmamembránon helyezkedik el, és aktiválja a α a heterotrimer G-fehérje Gs alegységeα. A G-fehérje aktiválása serkenti az AC-t a cAMP szintézisére. Az intracelluláris cAMP növekedése számos downstream fehérjét stimulál, köztük a PKA-t és az Epac-ot, amelyek foszforilálják az UT-A1-et és növelik annak felhalmozódását az apikális plazmamembránban. A karbamid az UT-A1-en keresztül jut be az IMCD sejtbe, és a bazolaterális plazmamembránon lép ki keresztül UT-A3. AC, adenilil-cikláz Epac, cAMP G-k által közvetlenül aktivált fehérjecsere, G-fehérjét stimuláló P alegység, foszfát PKA, protein kináz A V2R, V2 vazopresszin receptor. Engedéllyel módosítva a 13. hivatkozásról.

Hipertonicitás.

A karbamid transzportot az IMCD-n keresztül egymástól függetlenül szabályozza a hipertónia (11, 16, 17). A karbamid permeabilitás gyorsan növekszik a perfundált IMCD-kben, ha az ozmolalitás megnövekszik, még vazopresszin hiányában is (30, 31). A vazopresszin és a hiperozmolalitás additív stimuláló hatással bír a karbamid permeabilitására (11,16,17). A vazopresszinhez hasonlóan a hiperozmolalitás fokozza mind az UT-A1, mind az UT-A3 foszforilációját és a plazmamembrán felhalmozódását (14,26,32,33). A hiperozmolalitás és a vazopresszin azonban különböző utakon keresztül jelez: hiperozmolalitás keresztül megnövekszik a protein kináz Cα és intracelluláris kalcium és vazopresszin keresztül az adenilil-cikláz (11,16,17) növekedése. A hiperozmolalitás nem stimulálja a karbamidtranszportot a protein-kináz C-benα knockout egerek, és vizeletkoncentrációs hibájuk van (31, 34, 35).

A karbamidszállítók hosszú távú szabályozása

Vazopresszin.

A vazopresszin hosszú távon szabályozza az IMCD karbamid transzportereket a fehérjebőség változásán keresztül (11, 16, 17). A vazopresszin 2 hétig tartó beadása olyan patkányoknak, akiknek veleszületett vazopresszinhiányuk van, és ennek következtében központi diabetes insipidusuk van, növeli az UT-A1 fehérje bőségét a belső velőben (36). Az endogén vazopresszin szuppresszálása vízzel terhelt patkányokkal 2 hétig csökkenti az UT-A1 fehérje mennyiségét (36). Az UT-A1 fehérje mennyiségének növekedése a vazopresszin beadása után megegyezik a belső velőkarbamid-tartalom növekedésének időbeli lefutásával, miután vazopresszint adtak olyan patkányoknak, akiknél veleszületett vazopresszinhiány áll fenn. Az UT-A3 fehérje expressziója csökken azokban a patkányokban, amelyeket 3 napig vízzel töltöttek, és megnövekszik azokban a patkányokban, amelyeknél 3 napig vízhiányt kaptak. A vazopresszin hatása az UT-B1 mennyiségére nem egyértelmű, mert egyes tanulmányok növekedést, mások csökkenést mutatnak (11, 16, 17).

Fehérjeszegény diéták.

Rats fed a low-protein diet for at least 2 weeks have a decrease in the fractional excretion of urea (37). This results, at least in part, from the functional expression of vasopressin-stimulated urea permeability in the initial IMCD, a segment in which it is not normally present, and an increase in UT-A1 protein abundance (11,16,17). The effect of a low-protein diet on the other urea transporters has not been studied.

Adrenal Steroids.

Glucocorticoids increase the fractional excretion of urea (38). Despite this increase, serum urea nitrogen (SUN) increases in patients given glucocorticoids. This indicates that the increase in urea excretion is insufficient to offset the increase in production in patients given glucocorticoids.

Adrenalectomy, which eliminates both glucocorticoids and mineralocorticoids, produces a urine concentrating defect, although the mechanism is unknown (11). Adrenalectomy increases UT-A1 protein abundance and urea permeability in rat terminal IMCDs (39). Administering dexamethasone to adrenalectomized rats decreases UT-A1 protein abundance and urea permeability (39). Both UT-A1 and UT-A3 protein abundances decrease in rats given dexamethasone (40). The decrease in urea transporters in dexamethasone-treated rats could explain the increase in the fractional excretion of urea because a reduction in urea transporter abundance could result in less urea being reabsorbed and, thus, more being excreted.

Administering mineralocorticoids to adrenalectomized rats also decreases UT-A1 protein abundance in the inner medulla (41). This decrease can be blocked by spironolactone, a mineralocorticoid receptor antagonist (41). Both mineralocorticoid and glucocorticoid hormones appear to work through their respective receptors because spironolactone does not block the decrease due to dexamethasone (41).

Acidosis.

Metabolic acidosis is a common complication of renal failure. Acidosis increases protein degradation and shifts the nitrogen and urea loads within the kidney (42). UT-A1 protein abundance increases in the inner medulla of acidotic rats, which may represent compensation for the loss of kidney concentrating ability (increase in urine volume and a decrease in urine osmolality) that occurs during acidosis (43).

Hypokalemia.

Prolonged hypokalemia can cause a decrease in urine concentrating ability (44). The abundance of UT-A1, UT-A3, and UT-B1 proteins in the inner medulla is reduced in rats fed a potassium-restricted diet (44,45). UT-A2 protein abundance was reduced in one study but increased in another (44,45). The reason for the different findings is unclear.

In summary, renal urea transport and urea transport proteins mediate a central role in the urine concentrating mechanism. Urine concentrating defects have been demonstrated in several urea transporter knockout mice (11,12,16). In many clinical conditions associated with altered urine concentrating ability or water homeostasis, changes in urea excretion and urea transporters may be contributory factors.


Anyagok és metódusok

Experimental animals

Laboratory-reared Rivulus marmoratus Poey were maintained as described previously (Frick and Wright, 2002). Wild-caught fish were collected from Twin Cays and Little Lagoon Cay, near Dangriga, Belize, and held as described previously (Frick and Wright, 2002).

Experimental protocol

Excretion during emersion

Two separate experiments were performed on laboratory-reared fish. (i) Fish were exposed in air for 12 h (N=18) and then returned to water excretion rates were measured every 2 h following emersion and compared with rates measured ‘pre-emersion’. (ii) Fish were exposed in air for 11 days (N=6), and excretion rates were measured during emersion and compared with rates measured in fish under control conditions (immersion).

Under air-exposed conditions, the fish were removed from water and placed onto a moist substratum (filter paper and cotton batting saturated with approximately 2 ml of 16 ‰ sea water). In experiment ii, the amount of urea and ammonia excreted over a 24 h period was measured after 1, 3, 5, 7, 9 and 11 days of air-exposure and under control conditions. Technical control experiments were performed in which a known amount of ammonia and urea were placed on the filter paper and left for 24 h to determine whether there was any loss (or gain) due to bacterial contamination or other factors. The filter paper and cotton were collected after 24 h, and the water was carefully extracted.

Ammonia volatilization

To measure the amount of ammonia excreted through volatilization, an apparatus was constructed similar to that used by Davenport and Sayer (1986). Air was first bubbled through acidified distilled water (ADW) (pH 6) to remove any ammonia in the air supply. The air was then passed into a second chamber containing the fish on filter paper saturated with 16 ‰ sea water at pH 6. The air exiting the second chamber was bubbled through a third chamber containing 0.5 mol l –1 KOH, which removed CO2. Air from the third chamber was bubbled through five separate acid traps each containing ADW to ‘fix’ any ammonia present in the air. Preliminary studies showed that five acid traps were necessary to ensure maximal recovery of the volatilized ammonia. Control trials were run in which filter paper was saturated (i) with ammonia-free, pH 6, 16 ‰ sea water or (ii) with a known amount of ammonia (100 μmol l –1 ) in 16 ‰ sea water, pH 6. These control trials established that no ammonia volatilization was measured in the absence of a fish.

Routes of excretion

To determine the sites of JAmm és JUrea in laboratory-reared R. marmoratus, a Plexiglas chamber (see Wells and Pinder, 1996) was used to separate the anterior (representing primarily branchial excretion) and posterior (cutaneous, kidney and intestinal excretion) of the fish. Fish were lightly anaesthetized in 2-phenoxy-ethanol (1.2 ml l –1 ) to reduce stress during the restraining period. The head end of the fish was then positioned through a small hole (approximately 5 mm in diameter) in a 3 cm×3 cm piece of dental dam, forming a tight seal around the fish just posterior to the operculum. Under control conditions (N=7), 4 ml of 16 ‰ sea water was placed into both the front and back ends of the chamber. In a separate group of fish, moist pieces of cotton were placed in the front and back ends of the chamber during air-exposure (N=7). After 1 h, water or cotton/filter samples were collected for later determination of ammonia and urea concentrations. In a preliminary experiment, to test for leakage across the dental dam barrier, a dye was placed in one half of the chamber and distilled water in the other half. Absorbance at 660 nm was used to quantify leakage. There was negligible (<1 %) leakage between the anterior and posterior portions of the chamber.

Nitrogen metabolism

Laboratory-reared fish held under air-exposed and control conditions were killed after 1, 4 and 10 days. Tissue samples were stored at –80°C and analysed within 3 weeks. Tissue ammonia, urea and FAA levels and enzyme activities were measured in whole-body samples (N=6) as adequate amounts of individual tissues were not available because of the small size of the fish and the limited number of fish available. Although whole-animal samples include both intracellular and extracellular fluid, values represent mostly tissue intracellular concentrations (approximately 95 % of volume).

Amphibious fish typically experience water loss during emersion, which could concentrate tissue solutes (e.g. ammonia, urea or FAAs). Wet mass measurements were taken in laboratory-reared fish after 1, 3 and 10 days of air-exposure (N=7) and under control conditions (N=7) to test for significant mass loss.

Analytical techniques

Ammonia and urea analyses

The concentrations of ammonia and urea levels in the water were determined as described previously (Frick and Wright, 2002). Ammonia levels in the acid traps of the volatilization experiment were determined using the method of Verdouw et al. (1978).

Tissue ammonia and urea levels of whole fish were determined as described previously (Frick and Wright, 2002) and were expressed as mmol N g –1 wet mass. All spectrophotometric measurements were performed using a Perkin Elmer UV/VIS spectrophotometer (Lambda 2) (Perkin Elmer Corp., Norwalk, CT, USA).

Tissue amino acid analysis

Tissue FAA levels were measured using high-performance liquid chromatography (HPLC) (Hewlett-Packard series II 1090 liquid chromatograph), as described previously (Frick and Wright, 2002).

Enzyme analysis

Frozen tissues (whole fish) were ground to a fine powder under liquid nitrogen. The powdered tissue was then diluted 23-fold with extract buffer (50 mmol l –1 Hepes buffer, pH 7.5, 50 mmol l –1 KCl, 1 mmol l –1 dithiothreitol and 0.5 mmol l –1 EDTA), homogenized on ice (Euro Turrax T20b homogenizer) for three bursts of 10 s and then sonicated (Vibracell CV18 2368) for three bursts of 10 s. The homogenate was centrifuged (14 000 g, 4°C) for 10 min, and the resulting supernatant was used to measure the activities of the enzymes Ala-AT, Asp-AT, GDH, ME, CCO and CS. For the OUC enzymes (CPSase, OTCase and ARG) and the accessory enzyme GS, an additional step was carried out. The resulting supernatant was passed through a Sephadex G-25 column (10 ml) equilibrated with extract buffer to remove low-molecular mass (<5000 g mol –1 ) substrates and effectors (Felskie et al., 1998). The protein concentration of the extract was measured before and after filtration to calculate the dilution factor of the column.

The activities of OUC enzymes were measured as described previously: OTCase by Wright et al. (1995), ARG by Felskie et al. (1998) and GS by Shankar and Anderson (1985). CPSase activity was determined using the reaction mixture described by Chadwick and Wright (1999), and [ 14 C]carbamoyl phosphate production was measured using the technique described by Anderson et al. (1970). OTCase, ARG, GS and CPSase activities were measured at 27°C for consistency with methods in the literature. The limits of detection for these assays were estimated to be 0.04 nmol g –1 min –1 for CPSase, 0.01 μmol g –1 min –1 for OTCase and ARG and 0.08 μmol g –1 min –1 for GS (Chadwick and Wright, 1999).

The activities of both CPSase II and III were measured. CPSase II requires glutamine as a substrate, does not require N-acetylglutamate, AGA (nor is it affected by the addition of AGA) and is inhibited by UTP. CPSase III requires glutamine and AGA as substrates, and is not inhibited by UTP. Thus, to differentiate between CPSase II and III, activities were measured in the presence of glutamine alone (CPSase II), glutamine+AGA (CPSase II and III) and glutamine+AGA+UTP (CPSase III). To assess the ability of these fish to utilize ammonia as a substrate in the OUC rather than glutamine (as reported in H. fossilis) (Saha et al., 1997), preliminary tests were run using 5 mmol l –1 NH4Cl in place of glutamine. As activities in the presence of ammonia were relatively low compared with activities in the presence of glutamine, only glutamine was used as a substrate in subsequent experiments.

GDH, Ala-AT, Asp-AT, CS and ME were measured at 25°C, as described by Singer and Ballantyne (1991). CCO activity was measured at 25°C using the assay of Blier and Guderley (1988). The protein concentrations of extracts were measured using the method of Bradford (1976) with bovine serum albumin as a standard.

Statistical analyses

All data are presented as means ± standard error of the mean ( s.e.m .). Single-factor analyses of variance (ANOVAs) were used to examine the differences between control and air-exposed values for tissue analysis (levels of urea and ammonia and enzyme activities) and excretion rates. Amino acid data were analyzed using a General Linear models procedure using the SAS system (version 6.12 SAS Institute Inc., Cary, NC, USA). The Tukey test was used to determine where differences were significant (P⩽0.05) between treatment and control fish. Assumptions for normality were verified by generating appropriate residual plots. Data transformations (logarithmic, square root and inverse square root) were used when appropriate to meet the above assumptions.


18.3: Nitrogen Excretion and the Urea Cycle - Biology

Sixteen male Holstein calves were assigned to four treatments at 3 days of age. Treatments were whole milk, an all milk protein commercial replacer, a whey protein milk replacer, and a high fat whey protein milk replacer all fed at 10% of body weight. All treatments were isonitrogenous. Chopped wheat straw was fed ad libitum. Calves underwent preputial re-section for collection of urine. Five-day nitrogen balance trials were at 1, 5, 9, and 13 wk. Basic nitrogenous components of urine were separated with an amino acid analyzer. Analysis of body weights and straw intakes by balance period showed no differences. Nitrogen balance was lower for the whey protein and high fat milk replacers than for milk. Nitrogen digested was lower for commercial and whey protein milk replacers than for milk. Nitrogen retained was lower for the commercial, whey protein, and high fat milk replacers than for milk. Nitrogen excretion in urine and feces was greater for the commercial milk replacer treatment. The excretion of ornithine, arginine, lysine, 1-methylhistidine, and 3-methylhistidine was greater in the urine of the commercial and high fat milk replacer groups than in the urine of the milk group. Several ninhydrin positive compounds also were increased. Quantitative measurement of excreted basic nitrogenous compounds in urine may improve the evaluation of nitrogen metabolism in balance experiments.

Nutrition Institute, Ruminant Nutrition Laboratory. Beltsville, MD 20705.

Nutrition Institute, Dairy Food Nutrition Laboratory, Beltsville, MD 20705.


Absztrakt

In living organisms, nitrogen arise primarily as ammonia (NH3) and ammonium (NH4 + ), which is a main component of the nucleic acid pool and proteins. Although nitrogen is essential for growth and maintenance in animals, but when the nitrogenous compounds exceeds the normal range which can quickly lead to toxicity and death. Urea cycle is the common pathway for the disposal of excess nitrogen through urea biosynthesis. Hyperammonemia is a consistent finding in many neurological disorders including congenital urea cycle disorders, reye’s syndrome and acute liver failure leads to deleterious effects. Hyperammonemia and liver failure results in glutamatergic neurotransmission which contributes to the alteration in the function of the glutamate-nitric oxide-cGMP pathway, modulates the important cerebral process. Even though ammonia is essential for normal functioning of the central nervous system (CNS), in particular high concentrations of ammonia exposure to the brain leads to the alterations of glutamate transport by the transporters. Several glutamate transporters have been recognized in the central nervous system and each has a unique physiological property and distribution. The loss of glutamate transporter activity in brain during acute liver failure and hyperammonemia is allied with increased extracellular brain glutamate concentrations which may be conscientious for the cerebral edema and ultimately cell death.


Urea Production and Metabolism

Clinical Uses

Uremic symptoms are principally due to the accumulation of ions and toxic compounds in body fluids (79). Because protein-rich foods are the major source of these waste products, CKD can be considered a condition of protein intolerance. Indeed, it has been known since at least 1869 that restricting the amount of protein in the diet of patients with kidney diseases improves their uremic symptoms (80). More recently, we learned that dialysis efficacy is reflected in the removal of urea because changes in urea accumulation reflect changes in accumulated metabolic waste products. Again, this is not a new concept: The link between dietary protein and urea has been recognized since at least 1905, when Folin reported that urea excretion varies directly with different levels of dietary protein (81). These relationships were elegantly documented by Cottini et al. (Figure 12), who fed patients with CKD different amounts of protein (expressed on the abscissa as nitrogen intake because 16% of protein is nitrogen) (82). With low levels of dietary protein (e.g., approximately 12 g protein/d equivalent to approximately 2.5 g nitrogen), nitrogen balance was negative, indicating that this level of dietary protein causes progressive loss of protein stores. When the diet was raised >4 g nitrogen/d, nitrogen balance became positive, signifying that protein stores were being maintained. With progressively more dietary protein, nitrogen balance remained positive but changed minimally. Instead, when dietary protein was above the level required to maintain nitrogen balance and protein stores, it was used to make urea. Clearly, urea production reflects the level of protein in the diet and the risk of developing complications of uremia. In addition, a high-protein diet invariably contains excesses of salt, potassium, phosphates, and so forth (83). The clinical problems that arise from high-protein diets in patients with CKD were recently highlighted in reports concluding that increases in salt intake or serum phosphorus will block the beneficial influence of angiotensin-converting enzyme inhibitors to delay the progression of CKD (84,85).

Urea excretion in adult humans with varying degrees of kidney malfunction fed milk, egg, or an amino acid mixture: assessment of nitrogen balance. Modified from reference 82, with permission.

Urea has special properties that can be used to evaluate the severity of uremia or the degree of compliance with prescribed changes in the diet. These properties include the following: (1) a very large capacity for hepatic urea production from amino acids, (2) urea is the major circulating pool of nitrogen and it crosses cell membranes readily so there is no gradient from intracellular to extracellular fluid under steady-state conditions, and (3) the volume of distribution of urea is the same as water (the urea space is estimated as 60% of body weight) (86–88).

One clinically useful calculation is the steady-state SUN (SSUN), which reflects the severity of uremia because it estimates the degree of accumulation of protein-derived waste products. The SSUN calculation is useful because uremic symptoms are unusual when SSUN is <70 mg/dl.

The requirements for the calculation are that the patient with CKD is in the steady state (i.e., his or her SUN and weight are stable) and urea clearance in liters per day is known. Using the equation below, the amount of dietary protein that will yield a SSUN of 70 mg/dl can be calculated as: The following steps are used to calculate the SSUN. First, the prescribed dietary protein in grams per day is converted into dietary nitrogen by multiplying the grams per day of dietary protein by 16%. Second, the nonurea nitrogen in grams of nitrogen excreted per day is calculated as the excretion of all forms of nitrogen except urea. This amount is approximated as 0.031 g nitrogen/kg per day multiplied by the nonedematous, ideal body weight (4,89). Third, the nonurea nitrogen is subtracted from the nitrogen intake to obtain the amount of urea nitrogen that must be excreted each day in the steady state. Finally, dividing the urea nitrogen excretion in grams per day by the urea clearance in liters per day yields the SSUN in grams per liter.

For example, consider a 70-kg adult with a urea clearance of 14.4 L/d (or 10 ml/min) who is eating 76 g protein/d. His SSUN (in grams per liter) is calculated from the following: 12.2 g/d dietary nitrogen−(0.031 g nitrogen/kg per day times 70 kg). The result is divided by the urea clearance in liters per day and multiplied by 100 to convert SSUN 0.69 g/L to 69 mg/dl.

This calculation arises from the demonstration that in the steady state, the production of urea is directly proportional to the daily protein intake (Figure 12). The only other assumption is that urea clearance is independent of the plasma urea concentration, which is reasonable for patients with CKD. The key concept is that steady-state concentrations of nitrogen-containing waste product produced during protein catabolism will increase in parallel to an increase in the SSUN (4,82,89). By varying the amount of dietary protein, changes in the diet can be integrated with different values of the SSUN. As shown in Table 1, similar concepts can be used to determine whether a patient is complying with the prescribed protein content of the diet (81,86,88).

Estimation of protein intake from urea metabolism

These examples emphasize that the net production of urea in patients with CKD (also known as the urea appearance rate) can be used to estimate protein intake (4,82,89). For dialysis patients, the same relationships have been labeled as “urea generation” or the “normalized protein catabolic rate” (nPCR). Obviously, the nPCR equals the net urea production rate or the urea appearance rate except that it is not expressed per kilogram of body weight. However, the designation nPCR is misleading because the rates of protein synthesis and “catabolism” are far greater than the protein catabolic rate: The nitrogen flux in protein synthesis and degradation amounts to 45–55 g nitrogen/d, equivalent to 280–350 g protein/d (1). The principle of conservation of mass, however, indicates the difference between whole-body protein synthesis and degradation does estimate waste nitrogen production.

Urea Nitrogen Reutilization

Discussion of urea metabolism would be incomplete without addressing urea degradation. It is calculated from the plasma disappearance of injected [ 14 C]urea or [ 15 N]urea (88,90) and averages about 3.6 g nitrogen/d in both normal individuals and patients with uremia. The 3.6 g nitrogen/d arises from degradation of urea by ureases of gastrointestinal bacteria thereby supplying ammonia directly to the liver (88). Because this source of nitrogen could be used to synthesize amino acids and ultimately protein, the degradation of urea has been intensively studied (91). The evidence negates the hypothesis that urea degradation is nutritionally important. First, the amount of urea degraded has been expressed as an extrarenal urea clearance by dividing the rate of urea degradation by the SSUN. In normal adults, the extrarenal urea clearance averages approximately 24 L/d if this value were present in patients with CKD and a high SUN, the amount of ammonia derived from urea would be very high (79,88). However, the quantity of ammonia arising from urea in patients with CKD is not significantly different from that of normal individuals, indicating that the extrarenal clearance of urea in patients with CKD must be greatly reduced the mechanism for this observation is unknown (88).

Results from other testing strategies lead to the conclusion that it is unlikely that urea degradation contributes a nutritionally important source of amino acids to synthesize protein. We fed patients with CKD a protein-restricted diet and measured the turnover of urea using [ 14 C]urea. The results were compared with those obtained in a second experiment in which patients received neomycin/kanamycin as nonabsorbable antibiotics in order to inhibit bacteria that were degrading urea. In roughly half of the patients, antibiotic administration blocked urea degradation but there was no associated increase in urea appearance. This result means that ammonia arising from degradation is simply recycled into urea production and hence does not change urea appearance (90). We also addressed the hypothesis that removal of nitrogen released by urea degradation would suppress synthesis of amino acids and thereby worsen Bn. In this case, the hypothesis was rejected because inhibiting urea degradation with nonabsorbable antibiotics actually improved Bn (92). Finally, Varcoe et al. measured the turnover of urea and albumin simultaneously and concluded that the contribution of urea degradation to albumin synthesis was minimal (93).

The possibility that ammonia from urea degradation is used to synthesize amino acids was recently examined in hibernating bears (94). The authors noted that hibernating bears have very low values of SSUN (approximately 5–10 mg/dl) despite a decrease in GFR and they suggested that SSUN was low because urea was being used to synthesize amino acids. This finding would contribute to another oddity of hibernating bears, namely that their muscle mass and other stores of protein are relatively “spared” from degradation. Why the metabolism of hibernating bears might differ from that of patients with CKD is unknown and we applaud the investigators who gathered the information as experimenting on bears is quite tricky, even if they are hibernating.

Is Urea Toxic?

Because excess dietary protein produces uremic symptoms and because urea is the major source of circulating nitrogen, the potential for toxic responses to urea have been investigated using different experimental designs. Johnson et al. added urea to the dialysate of hemodialysis patients who were otherwise well dialyzed (95). Complications induced by the added urea were minimal until the SSUN was chronically >150–200 mg/dl. This led to gastrointestinal irritation. There was no investigation of ammonia or inhibitors of urea degradation so the effect of urea can only be considered an association. An indirect evaluation of both mice with CKD and cultured cells revealed that urea may stimulate the production of reactive oxygen species. Reddy et al. concluded that a high SUN not only increased reactive oxygen species but also caused insulin resistance (96). However, it is difficult to assign insulin resistance to a single factor considering that there are so many uremia-induced complex metabolic pathways (97,98). It will be interesting to evaluate whether the production of reactive oxygen species initiates similar events in patients with CKD.

Another potential role of urea in producing uremia-induced toxicity is through the development of protein carbamylation, which could disrupt the structure of a protein interfering with signaling pathways and so forth. Stim et al. reported that the rate of carbamylation of hemoglobin increased in parallel with the increase in SUN and that carbamylation was significantly higher in patients with ESRD compared with normal individuals (99). These responses were confirmed by Berg et al. (100) except that the carbamylated protein was albumin, rather than hemoglobin. Thus, carbamylation of several proteins can occur in uremic individuals but whether this produces toxic reactions has not been defined.

Finally, there are patient-based reports that cast doubt on the hypothesis that urea is a toxin. Hsu et al. studied a man and a woman from a family of patients who had chronic but unexplained azotemia. Results of the evaluation indicated that the high SUN arose from a autosomal dominant genetic defect in urea reabsorption (101). Kidney function of the two participants revealed subnormal urea clearances but otherwise normal values of inulin clearance, urea excretion, and responses of urea clearance to diuresis and antidiuresis plus normal sodium clearances. Although the mechanism for the familial azotemia was not identified, the report is relevant because the participants had no clinical or laboratory findings attributable to the increase in SUN despite years of values varying from 49 to 65 mg/dl and from 55 to 60 mg/dl, respectively. In another case study, Richards and Brown studied a woman with prolonged azotemia to examine the association between a high SUN and the development of uremic symptoms (102). The participant subsisted on a diet consisting primarily of fish and a protein powder, yielding urea nitrogen production rates of 40–50 g/d for years. Although the participant maintained a SUN of 50–80 mg/dl for years, she had normal values of hemoglobin, plasma creatinine, BP, and no weight loss. Together, these reports indicate that even a prolonged increase in the concentration of urea does not produce toxic reactions, at least in patients with normal kidney function.

Urea is the largest circulating pool of nitrogen and its production changes in parallel to the degradation of dietary and endogenous proteins. These facts and other properties of urea can be used to estimate the degree of uremia and the compliance with prescribed amounts protein in the diet. The available evidence in patients with CKD suggests that reutilization of ammonia derived from urea degradation for the synthesis of amino acids and proteins is minimal. Whether the evidence would be more persuasive under extreme conditions, such as in hibernating bears, is unknown. The ability of urea to create toxicity is unsettled but years of high SUN values do not produce toxic reactions in individuals with otherwise normal kidney function.

In conclusion, renal urea and ammonia metabolism mediate critical roles in nitrogen balance, urine concentration, and acid-base homeostasis. In this review, we evaluated critical processes involved in these homeostatic mechanisms. Abnormal urea and ammonia metabolism both result from and can lead to a wide variety of conditions, including methods for evaluating issues that are critical to caring for patients with impaired renal function.


Nézd meg a videót: MMG - Új fajták és takarmányok (Augusztus 2022).